Información

¿Se pueden ubicar las proteínas en la superficie de las mitocondrias?

¿Se pueden ubicar las proteínas en la superficie de las mitocondrias?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Estoy aprendiendo sobre las mitocondrias y sé que hay proteínas presentes en la matriz mitocondrial como la SOD2, pero me preguntaba si una proteína se ubicaría en la superficie de las mitocondrias, ¿siempre tiene que ser una proteína de membrana (por ejemplo, insertada dentro de o asociado con la membrana externa mitocondrial) o pueden estar presentes en la superficie mitocondrial otras proteínas que no son proteínas de membrana? Se agradece cualquier información.


Sí, las proteínas integrales de la membrana interactúan y forman complejos con proteínas que no interactúan directamente con la membrana.

La transducción de señales a menudo ocurre cuando una proteína soluble proviene de algún otro lugar y toca una proteína unida a la membrana.

Los complejos a menudo toman la forma de una proteína anclada unida a proteínas adicionales.

Puede ver la lista completa de proteínas asociadas con la membrana mitocondrial aquí, apuesto a que si las revisa, comenzará a encontrar otras que no tienen un dominio insertado en la membrana.


Té de biología

¿Cómo se comparan las tinciones utilizadas para microscopía óptica con las utilizadas para microscopía electrónica?

Las tinciones utilizadas para microscopía óptica se pueden describir como moléculas coloreadas que se unen a los componentes celulares, lo que altera la luz que pasa a través de la muestra y luego la lente de vidrio. Las tinciones para microscopía electrónica (de transmisión y barrido) involucran metales pesados ​​que afectan los haces de electrones que son propulsados ​​por la mancha que atraviesan la muestra o sobre su superficie, dependiendo del microscopio. Estos microscopios dan resoluciones más altas, porque las longitudes de onda de los electrones son mucho más cortas que las de la luz visible.

¿Qué tipo de microscopio usaría para estudiar los cambios en la forma de un glóbulo blanco vivo? Justifica tu respuesta.

Dado que el objetivo no es estudiar ningún orgánulo, un microscopio óptico será adecuado para esta tarea. Un microscopio óptico puede ver las mitocondrias y, si es de superresolución, puede ver los ribosomas como máximo. Por lo tanto, el tamaño de los glóbulos blancos se encuentra dentro de los parámetros visibles del microscopio óptico.

¿Qué tipo de microscopio usarías para estudiar los detalles de la textura de la superficie de un cabello? Justifica tu respuesta.

Para esta tarea, usaría un microscopio electrónico de barrido. La imagen que se obtiene al usar este tipo de microscopio parecerá algo así como una imagen tridimensional de la superficie del cabello. Un microscopio electrónico atravesaría directamente el cabello, lo que no permitiría al científico ver su superficie. La muestra generalmente se recubre con oro para escanear microscopios y los electrones se traducen a una pantalla de video.


Abstracto

Un enfoque de cribado genético avanzado identificó orf19.2500 como un gen que controla Candida albicans Dispersión de biopelículas y desprendimiento de biopelículas. El modelado de proteínas tridimensionales (3D) y la bioinformática revelaron que orf19.2500 es una proteína mitocondrial conservada, estructuralmente similar, pero funcionalmente divergente, de la familia de escualeno / fitoeno sintasas. los C. albicans orf19.2500 se distingue por 3 tramos adquiridos evolutivamente de inserciones de aminoácidos, ausentes de todos los demás eucariotas excepto un pequeño número de hongos ascomicetos. Los ensayos bioquímicos mostraron que se requiere orf19.2500 para el ensamblaje y la actividad del Complejo I (CI) de biquinona oxidorreductasa N A D H u de la cadena de transporte de electrones respiratorios (ETC) y, por lo tanto, se denominó NDU1. NDU1 es esencial para la respiración y el crecimiento en fuentes alternativas de carbono, importante para la evasión inmunitaria, necesaria para la virulencia en un modelo de ratón de candidiasis diseminada por vía hematógena y para potenciar la resistencia a los fármacos antifúngicos. Nuestro estudio es el primer informe sobre una proteína que establece el Candida-como hongos filogenéticamente aparte de todos los demás eucariotas, basados ​​únicamente en la "ganancia" evolutiva de nuevos insertos de aminoácidos que también son el centro funcional de la proteína.

Citación: Mamouei Z, Singh S, Lemire B, Gu Y, Alqarihi A, Nabeela S, et al. (2021) Una proteína mitocondrial divergente evolutivamente controla el crecimiento de la biopelícula y la virulencia en Candida albicans. PLoS Biol 19 (3): e3000957. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3000957

Editor académico: Anita Sil, Universidad de California, San Francisco, ESTADOS UNIDOS

Recibió: 11 de septiembre de 2020 Aceptado: 29 de enero de 2021 Publicado: 15 de marzo de 2021

Derechos de autor: © 2021 Mamouei et al. Este es un artículo de acceso abierto distribuido bajo los términos de la Licencia de Atribución Creative Commons, que permite el uso, distribución y reproducción sin restricciones en cualquier medio, siempre que se acredite el autor y la fuente originales.

Disponibilidad de datos: Los datos se pueden encontrar dentro del manuscrito.

Fondos: Este trabajo fue apoyado por la subvención del NIH R01AI141794-01A1 otorgada a PU, 1R01AI141202-01 otorgada a AI. Los patrocinadores no tuvieron ningún papel en el diseño del estudio, la recopilación y el análisis de datos, la decisión de publicar o la preparación del manuscrito.

Conflicto de intereses: Los autores han declarado que no existen intereses en competencia.

Abreviaturas: 3D, BN-PAGE tridimensional, PAGE azul nativo BSA, CFU de albúmina de suero bovino, unidad formadora de colonias CI, Complejo I CII, Complejo II DOX, doxiciclina ETC, cadena de transporte de electrones FDA, diacetato de fluoresceína FGSC, Fungal Genetics Stock Center FPS , tiopirofosfato de farnesilo HUVEC, LDH de células endoteliales del cordón umbilical humano, lactato deshidrogenasa mNDU1, NDU1 MOPS madura, ácido morfolinapropanosulfónico OCR, tasa de consumo de oxígeno OPK, OPM de muerte opsonofagocítica, Orientaciones de proteínas en las membranas PHYS, fosetilsulfeno, sintetizador de oxígeno especie SE, elastómero de silicona SQS, escualeno sintasa TCA, ácido tricarboxílico WT, tipo salvaje


Cambia la historia

Neupert, W. Una perspectiva sobre el transporte de proteínas a las mitocondrias: una miríada de preguntas abiertas. J. Mol. Biol.427, 1135–1158 (2015).

Wiedemann, N. & amp Pfanner, N. Maquinarias mitocondriales para la importación y el ensamblaje de proteínas. Annu. Rev. Biochem.86, 685–714 (2017).

van der Bliek, A. M., Sedensky, M. M. & amp Morgan, P. G. Biología celular de la mitocondria. Genética207, 843–871 (2017).

Lill, R. Función y biogénesis de proteínas de hierro-azufre. Naturaleza460, 831–838 (2009).

Ott, M., Amunts, A. & amp Brown, A. Organización y regulación de la síntesis de proteínas mitocondriales. Annu. Rev. Biochem.85, 77–101 (2016).

Hell, K., Neupert, W. & amp Stuart, R. A. Oxa1p actúa como una maquinaria de inserción de membrana general para proteínas codificadas por ADN mitocondrial. EMBO J.20, 1281–1288 (2001).

Labbé, K., Murley, A. & amp Nunnari, J. Determinantes y funciones del comportamiento mitocondrial. Annu. Rev. Cell Dev. Biol.30, 357–391 (2014).

Westermann, B. Fusión y fusión mitocondrial en la vida y muerte celular. Nat. Rev. Mol. Celda. Biol.11, 872–884 (2010).

von der Malsburg, K. et al. Función dual de la mitofilina en la organización de la membrana mitocondrial y la biogénesis de proteínas. Dev. Celda21, 694–707 (2011).

Harner, M. y col. El complejo del sitio de contacto mitocondrial, un determinante de la arquitectura mitocondrial. EMBO J.30, 4356–4370 (2011).

Hoppins, S. et al. Un mapa de interacción genética centrado en las mitocondrias revela un complejo similar a un andamio necesario para la organización de la membrana interna en las mitocondrias. J. Cell Biol.195, 323–340 (2011). Las referencias 9-11 informan de la identificación del MICOS, un complejo de múltiples subunidades que une las membranas externas e internas y es crucial para el mantenimiento de las uniones de las crestas..

Aaltonen, M. J. et al. MICOS y la transferencia de fosfolípidos por Ups2-Mdm35 organizan la síntesis de lípidos de membrana en las mitocondrias. J. Cell Biol.213, 525–534 (2016).

Ott, C. y col. Sam50 funciona en el puente del espacio intermembrana mitocondrial y la biogénesis de los complejos respiratorios. Mol. Celda. Biol.32, 1173–1188 (2012).

Shpilka, T. & amp Haynes, C. M. La UPR mitocondrial: mecanismos, funciones fisiológicas e implicaciones en el envejecimiento. Nat. Rev. Mol. Celda. Biol.19, 109–120 (2018).

Pickles, S., Vigié, P. & amp Youle, R. J. Mitofagia y mecanismos de control de calidad en el mantenimiento mitocondrial. Curr. Biol.28, R170 – R185 (2018).

Harper, J. W., Ordureau, A. y Heo, J.-M. Construcción y decodificación de cadenas de ubiquitina para mitofagia. Nat. Rev. Mol. Celda. Biol.19, 93–108 (2018).

Cosentino, K. & amp García-Saez, A. J. Bax y Bak pores: ¿cerramos el círculo? Trends Cell Biol.27, 266–275 (2017).

Rugarli, E. I. & amp Langer, T. Control de calidad mitocondrial: una cuestión de vida o muerte para las neuronas. EMBO J.31, 1336–1349 (2012).

Sena, L. A. & amp Chandel, N. S. Funciones fisiológicas de las especies de oxígeno reactivas mitocondriales. Mol. Celda48, 158–167 (2012).

Calvo, S. E., Clauser, K. R. & amp Mootha, V. K. MitoCarta2.0: un inventario actualizado de proteínas mitocondriales de mamíferos. Ácidos nucleicos Res.44, D1251 – D1257 (2016).

Forner, F., Foster, L. J., Campanaro, S., Valle, G. & amp Mann, M. Comparación proteómica cuantitativa de mitocondrias de rata de músculo, corazón e hígado. Mol. Celda. Proteom.5, 608–619 (2006).

Gaucher, S. P. et al. Cobertura ampliada del proteoma mitocondrial del corazón humano mediante cromatografía líquida multidimensional junto con espectrometría de masas en tándem. J. Proteome Res.3, 495–505 (2004).

Hung, V. et al. Mapeo proteómico del espacio intermembrana mitocondrial humano en células vivas mediante marcado APEX radiométrico. Mol. Celda55, 332–341 (2014).

Lefort, N. et al. Perfil de proteoma de mitocondrias funcionales de músculo esquelético humano mediante electroforesis en gel unidimensional y HPLC-ESI-MS / MS. J. Proteom.72, 1046–1060 (2009).

McDonald, T. y col. Expansión del subproteoma de las mitocondrias internas mediante tecnologías de separación de proteínas: cromatografía líquida unidimensional y bidimensional y electroforesis en gel bidimensional. Mol. Celda. Proteom.5, 2392–2411 (2006).

Morgenstern, M. y col. Definición de un proteoma mitocondrial de alta confianza a escala cuantitativa. Rep. Celular19, 2836–2852 (2017). Este es un análisis cuantitativo sistemático del proteoma de las mitocondrias de levadura, que revela el número absoluto de copias de la mayoría de las maquinarias de proteínas mitocondriales en condiciones de crecimiento fermentable y respiratorio..

Ohlmeier, S., Kastaniotis, A. J., Hiltunen, J. K. & amp Bergmann, U. El proteoma mitocondrial de levadura, un estudio del crecimiento fermentativo y respiratorio. J. Biol. Chem.279, 3956–3979 (2004).

Pagliarini, D. J. et al. Un compendio de proteínas mitocondriales aclara la biología de la enfermedad del complejo I. Celda134, 112–123 (2008).

Prokisch, H. y col. Análisis integrativo del proteoma mitocondrial en levadura. PLOS Biol.2, e160 (2004).

Reinders, J., Zahedi, R. P., Pfanner, N., Meisinger, C. & amp Sickmann, A. Hacia el proteoma mitocondrial de levadura completo: técnicas de separación multidimensional para la proteómica mitocondrial. J. Proteome Res.5, 1543–1554 (2006).

Rhee, H.-W. et al. Mapeo proteómico de mitocondrias en células vivas mediante marcado enzimático espacialmente restringido. Ciencias339, 1328–1331 (2013).

Sickmann, A. y col. El proteoma de Saccharomyces cerevisiae mitocondrias. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos100, 13207–13212 (2003).

Smith, A. C. & amp Robinson, A. J. MitoMinerv3.1, una actualización de la base de datos de proteómica mitocondrial. Ácidos nucleicos Res.44, D1258 – D1261 (2016).

Taylor, S. W. y col. Caracterización del proteoma mitocondrial del corazón humano. Nat. Biotechnol.21, 281–286 (2003).

Vögtle, F. N. y col. Paisaje de distribución de proteínas submitocondriales. Nat. Comun.8, 290 (2017).

Vögtle, F. N. y col. Proteoma del espacio intermembrana de las mitocondrias de levadura. Mol. Celda. Proteom.11, 1840–1852 (2012).

Zahedi, R. P. et al. El análisis proteómico de la membrana externa mitocondrial de la levadura revela la acumulación de una subclase de preproteínas. Mol. Biol. Celda17, 1436–1450 (2006).

Zhang, J. y col. Caracterización sistemática del proteoma mitocondrial murino utilizando mitocondrias cardíacas funcionalmente validadas. Proteómica8, 1564–1575 (2008).

de Godoy, L. M. F. et al. Cuantificación completa del proteoma basada en espectrometría de masas de levadura haploide versus diploide. Naturaleza455, 1251–1254 (2008).

Schwanhäusser, B. et al. Cuantificación global del control de la expresión génica de mamíferos. Naturaleza473, 337–342 (2011).

Beck, M. y col. El proteoma cuantitativo de una línea celular humana. Mol. Systems Biol.7, 549 (2011).

Kulak, N. A., Pichler, G., Paron, I., Nagaraj, N. & amp Mann, M. Procesamiento mínimo de muestras proteómicas encapsuladas aplicado a la estimación del número de copias en células eucariotas. Nat. Métodos11, 319–324 (2014).

Wiśniewski, J. R., Hein, M. Y., Cox, J. & amp Mann, M. Una "regla proteómica" para el número de copias de proteínas y la estimación de la concentración sin estándares de picos. Mol. Celda. Proteom.13, 3497–3506 (2014).

Paulo, J. A. et al. La multiplexación cuantitativa basada en espectrometría de masas compara la abundancia de 5000 S. cerevisiae proteínas en 10 fuentes de carbono. J. Proteom.148, 85–93 (2016).

Harbauer, A. B. et al. Mitocondrias: regulación dependiente del ciclo celular de la preproteína translocasa mitocondrial. Ciencias346, 1109–1113 (2014).

Gerbeth, C. y col. Regulación inducida por glucosa del receptor de importación de proteínas Tom22 por quinasas citosólicas y unidas a mitocondrias. Cell Metab.18, 578–587 (2013).

Rao, S. et al. Biogénesis de la preproteína translocasa de la membrana mitocondrial externa: la proteína quinasa A fosforila el precursor de Tom40 y altera su importancia. Mol. Biol. Celda23, 1618–1627 (2012).

Schmidt, O. et al. Regulación de la importación de proteínas mitocondriales por quinasas citosólicas. Celda144, 227–239 (2011). Este estudio informa que la biogénesis y la actividad del complejo TOM están reguladas por quinasas citosólicas, lo que revela el principal sitio de importación de proteínas de las mitocondrias como un objetivo principal para las vías de señalización citosólica..

Vögtle, F. N. y col. El análisis global del N-proteoma mitocondrial identifica una peptidasa de procesamiento crítica para la estabilidad de la proteína. Celda139, 428–439 (2009).

Abe, Y. et al. Base estructural del reconocimiento de presecuencia por el receptor de importación de proteínas mitocondriales Tom20. Celda100, 551–560 (2000).

van Wilpe, S. et al. Tom22 es un organizador multifuncional de la preproteína translocasa mitocondrial. Naturaleza401, 485–489 (1999).

Kuszak, A. J. et al. Evidencia de distintas conformaciones de canales y afinidades de unión al sustrato para el poro de translocasas de la proteína de la membrana externa mitocondrial Tom40. J. Biol. Chem.290, 26204–26217 (2015).

Melin, J. et al. El reconocimiento de presecuencia por el canal Tom40 contribuye a la translocación del precursor en la matriz mitocondrial. Mol. Celda. Biol.34, 3473–3485 (2014).

Lohret, T. A., Jensen, R. E. & amp Kinnally, K. W. Tim23, un componente de importación de proteínas de la membrana interna mitocondrial, es necesario para la actividad normal del canal de conductancia múltiple, MCC. J. Cell Biol.137, 377–386 (1997).

Bauer, M. F., Sirrenberg, C., Neupert, W. & amp Brunner, M. Papel de Tim23 como sensor de voltaje y receptor de presecuencia en la importación de proteínas a las mitocondrias. Celda87, 33–41 (1996).

Dekker, P. J. et al. Identificación de MIM23, un componente putativo de la maquinaria de importación de proteínas de la membrana interna mitocondrial. FEBS Lett.330, 66–70 (1993).

Demishtein-Zohary, K., Marom, M., Neupert, W., Mokranjac, D. & amp Azem, A. Los motivos GxxxG mantienen unido el complejo TIM23. FEBS J.282, 2178–2186 (2015).

Truscott, K. N. et al. Un canal sensible a la presecuencia y al voltaje de la translocasa de la preproteína mitocondrial formada por Tim23. Nat. Struct. Biol.8, 1074–1082 (2001).

Malhotra, K. et al. La cardiolipina interviene en las interacciones de membranas y canales del receptor del complejo de importación de proteínas TIM23 mitocondrial Tim50. Sci. Adv.3, e1700532 (2017).

Denkert, N. et al. La selectividad catiónica del canal de translocasas de presecuencia Tim23 es crucial para la importación eficiente de proteínas. eLife6, e28324 (2017).

Ramesh, A. y col. Un enlace disulfuro en el complejo TIM23 es crucial para la activación de voltaje y la importación de proteínas mitocondriales. J. Cell Biol.214, 417–431 (2016).

Kang, P. J. y col. Requisito de hsp70 en la matriz mitocondrial para la translocación y plegamiento de proteínas precursoras. Naturaleza348, 137–143 (1990).

Demishtein-Zohary, K. et al. Papel de Tim17 en el acoplamiento del motor de importación al canal de translocación de la translocasa de presecuencia mitocondrial. eLife6, e22696 (2017).

Ting, S.-Y., Yan, N. L., Schilke, B. A. & amp Craig, E. A. Interacción dual de la proteína de andamio Tim44 del motor de importación mitocondrial con la subunidad de translocasas formadora de canales Tim23. eLsi6, e23609 (2017).

Banerjee, R., Gladkova, C., Mapa, K., Witte, G. & amp Mokranjac, D. El canal de translocación de proteínas de la membrana interna mitocondrial y el motor de importación expuesto a la matriz se comunican a través de una proteína de acoplamiento de dos dominios. eLife4, e11897 (2015).

Sikor, M., Mapa, K., von Voithenberg, L. V., Mokranjac, D. & amp Lamb, D. C. Observación en tiempo real de la dinámica conformacional de la Hsp70 mitocondrial por spFRET. EMBO J.32, 1639–1649 (2013).

Schendzielorz, A. B. et al. Dos pasos distintos dependientes del potencial de membrana impulsan la translocación de la proteína de la matriz mitocondrial. J. Cell Biol.216, 83–92 (2017).

Schulz, C. & amp Rehling, P. La remodelación de la translocasa de presecuencia activa impulsa la translocación de proteínas mitocondriales dependiente del motor. Nat. Comun.5, 4349 (2014).

Fukasawa, Y. et al. MitoFates: predicción mejorada de las secuencias de direccionamiento mitocondrial y sus sitios de escisión. Mol. Celda. Proteom.14, 1113–1126 (2015).

Varshavsky, A. La vía de la regla del extremo N y la regulación por proteólisis. Protein Sci.20, 1298–1345 (2011).

Veling, M. T. et al. El perfil de mitoproteasas multiómico define un papel para Oct1p en la producción de coenzima Q. Mol. Celda68, 970–977 (2017).

Vögtle, F. N. y col. Recambio de proteínas mitocondriales: papel de la peptidasa intermedia precursora Oct1 en la estabilización de proteínas. Mol. Biol. Celda22, 2135–2143 (2011).

Cheng, M. Y. y col. La proteína de choque térmico mitocondrial hsp60 es esencial para el ensamblaje de proteínas importadas a las mitocondrias de levadura. Naturaleza337, 620–625 (1989).

Ostermann, J., Horwich, A. L., Neupert, W. & amp Hartl, F. U. El plegamiento de proteínas en las mitocondrias requiere la formación de complejos con hsp60 y la hidrólisis de ATP. Naturaleza341, 125–130 (1989).

Ieva, R. y col. Mgr2 funciona como guardián lateral para la clasificación de preproteínas en la membrana interna mitocondrial. Mol. Celda56, 641–652 (2014). Este artículo identifica una proteína guardiana lateral en el complejo TIM23 que controla la liberación adecuada de preproteínas con señales de clasificación hidrofóbica en la membrana interna..

Schendzielorz, A. B. et al. El reclutamiento motor a la puerta lateral del canal TIM23 restringe la liberación de polipéptidos hacia la membrana interna. Nat. Comun.9, 4028 (2018).

Stiller, S. B. y col. La translocasa mitocondrial de OXA juega un papel importante en la biogénesis de las proteínas de la membrana interna. Cell Metab.23, 901–908 (2016).

Park, K., Botelho, S. C., Hong, J., Osterberg, M. & amp Kim, H. Transferencia de parada de disección versus vías de clasificación conservadoras para proteínas de la membrana interna mitocondrial in vivo. J. Biol. Chem.288, 1521–1532 (2013).

Bohnert, M. y col. Cooperación de los mecanismos de clasificación conservadora y de parada-transferencia en el transporte de proteínas mitocondriales. Curr. Biol.20, 1227–1232 (2010).

Herrmann, J. M., Neupert, W. & amp Stuart, R. A. Inserción en la membrana interna mitocondrial de una proteína politópica, la Oxa1p codificada en el núcleo. EMBO J.16, 2217–2226 (1997).

Bausewein, T. et al. Estructura Cryo-EM del complejo central de TOM de Neurospora crassa. Celda170, 693–700 (2017). Este artículo proporciona una estructura de microscopía crioelectrónica del complejo central TOM de la membrana externa mitocondrial. Dos poros de translocación formados por barriles β de Tom40 están conectados por dos copias del receptor central Tom22.

Shiota, T. et al. Arquitectura molecular de la puerta de la proteína mitocondrial activa. Ciencias349, 1544–1548 (2015). Este estudio mapea la arquitectura del complejo TOM mediante entrecruzamiento específico del sitio en la membrana nativa, revelando diferentes vías de translocación para proteínas precursoras hidrófilas e hidrófobas a través del canal Tom40..

Backes, S. et al. Tom70 mejora la eficiencia de la importación de preproteínas mitocondriales al unirse a las secuencias de dirección internas. J. Cell Biol.217, 1369–1382 (2018). Este estudio informa un papel de Tom70 en la importación de preproteínas que contienen presecuencia que contienen señales de selección internas adicionales. Mientras que Tom20 y Tom22 se unen a las presecuencias amino-terminales, Tom70 se une a las señales internas para evitar la agregación de las preproteínas..

Melin, J. et al. Un surco de enlace de presecuencia en Tom70 admite la importación de Mdl1 en las mitocondrias. Biochim. Biophys. Acta1853, 1850–1859 (2015).

Yamamoto, H. et al. Funciones de Tom70 en la importación de proteínas mitocondriales que contienen presecuencia. J. Biol. Chem.284, 31635–31646 (2009).

Young, J. C., Hoogenraad, N. J. & amp Hartl, F. U. Las chaperonas moleculares Hsp90 y Hsp70 entregan preproteínas al receptor de importación mitocondrial Tom70. Celda112, 41–50 (2003).

Wiedemann, N., Pfanner, N. & amp Ryan, M. T. Los tres módulos del portador de ADP / ATP cooperan en el reclutamiento de receptores y la translocación en las mitocondrias. EMBO J.20, 951–960 (2001).

Curran, S. P., Leuenberger, D., Schmidt, E. & amp Koehler, C. M. El papel del complejo Tim8p-Tim13p en una ruta de importación conservada para proteínas de la membrana interna politópica mitocondrial. J. Cell Biol.158, 1017–1027 (2002).

Vial, S. et al. Montaje de Tim9 y Tim10 en un acompañante funcional. J. Biol. Chem.277, 36100–36108 (2002).

Koehler, C. M. y col. Tim9p, una subunidad asociada esencial de Tim10p para la importación de proteínas portadoras mitocondriales. EMBO J.17, 6477–6486 (1998).

Sirrenberg, C. et al. Importación de la proteína portadora en las mitocondrias mediada por las proteínas intermembrana Tim10 / Mrs11 y Tim12 / Mrs5. Naturaleza391, 912–915 (1998).

Weinhäupl, K. et al. Base estructural de la proteína de membrana que acompaña a través del espacio intermembrana mitocondrial. Celda175, 1365–1379 (2018).

Okamoto, H., Miyagawa, A., Shiota, T., Tamura, Y. & amp Endo, T. El enlace disulfuro intramolecular de la proteína Tim22 mantiene la integridad del complejo TIM22 en la membrana interna mitocondrial. J. Biol. Chem.289, 4827–4838 (2014).

Wrobel, L., Trojanowska, A., Sztolsztener, M. E. & amp Chacinska, A. Importación de proteínas mitocondriales: Mia40 facilita la translocación de Tim22 en la membrana interna de las mitocondrias. Mol. Biol. Celda24, 543–554 (2013).

Rehling, P. et al. Inserción de proteínas en la membrana interna mitocondrial por una translocasa de dos poros. Ciencias299, 1747–1751 (2003).

Kerscher, O., Holder, J., Srinivasan, M., Leung, R. S. & amp Jensen, R. E. El complejo Tim54p-Tim22p media la inserción de proteínas en la membrana interna mitocondrial. J. Cell Biol.139, 1663–1675 (1997).

Sirrenberg, C., Bauer, M. F., Guiard, B., Neupert, W. & amp Brunner, M. Importación de proteínas transportadoras en la membrana interna mitocondrial mediada por Tim22. Naturaleza384, 582–585 (1996).

Koch, J. R. & amp Schmid, F. X. Mia40 combina la actividad de la tiol oxidasa y la isomerasa disulfuro para catalizar eficazmente el plegamiento oxidativo en las mitocondrias. J. Mol. Biol.426, 4087–4098 (2014).

Chacinska, A. et al. Papel esencial de Mia40 en la importación y ensamblaje de proteínas del espacio intermembrana mitocondrial. EMBO J.23, 3735–3746 (2004).

Mesecke, N. et al. Un sistema de retransmisión de disulfuro en el espacio intermembrana de las mitocondrias que media la importación de proteínas. Celda121, 1059–1069 (2005).

Milenkovic, D. y col. Identificación de la señal que dirige Tim9 y Tim10 al espacio intermembrana de las mitocondrias. Mol. Biol. Celda20, 2530–2539 (2009).

Sideris, D. P. y col. Una nueva señal de orientación espacial intermembrana acopla cisteínas en Mia40 durante el plegamiento oxidativo mitocondrial. J. Cell Biol.187, 1007–1022 (2009).

Peleh, V., Cordat, E. & amp Herrmann, J. M. Mia40 es un transreceptor de sitio que impulsa la importación de proteínas al espacio intermembrana mitocondrial mediante la unión del sustrato hidrófobo. eLife5, e16177 (2016).

Neal, S. E. et al. La proteína Mia40 sirve como sumidero de electrones en la vía de importación Mia40-Erv1. J. Biol. Chem.290, 20804–20814 (2015).

Kojer, K., Peleh, V., Calabrese, G., Herrmann, J. M. & amp Riemer, J. El control cinético limitando las cantidades de glutaredoxina permite la oxidación del tiol en el espacio intermembrana mitocondrial reductor. Mol. Biol. Celda26, 195–204 (2015).

Jores, T. et al. Caracterización de la señal de direccionamiento en proteínas de barril β mitocondriales. Nat. Comun.7, 12036 (2016).

Klein, A. et al. Caracterización de la insertasa para proteínas de barril β de la membrana mitocondrial externa. J. Cell Biol.199, 599–611 (2012).

Wiedemann, N. et al. Maquinaria para clasificación y ensamblaje de proteínas en la membrana externa mitocondrial. Naturaleza424, 565–571 (2003).

Paschen, S. A. et al. Conservación evolutiva de la biogénesis de proteínas de membrana de barril beta. Naturaleza426, 862–866 (2003).

Höhr, A. I. C. et al. Inserción de proteínas de membrana a través de una puerta de barril β mitocondrial. Ciencias359, eaah6834 (2018). Este estudio mapea la vía de inserción de la membrana de los precursores de barril β a través del canal SAM, la apertura inducida por la señal de la puerta lateral de Sam50 y la liberación de la proteína de barril β plegada en la membrana externa..

Kutik, S. et al. Inserción de membrana de disección de proteínas de barril β mitocondriales. Celda132, 1011–1024 (2008).

Krüger, V. et al. Identificación de nuevos canales mediante análisis sistemático de la membrana externa mitocondrial. J. Cell Biol.216, 3485–3495 (2017).

Dimmer, K. S. et al. Un papel crucial para Mim2 en la biogénesis de las proteínas de la membrana externa mitocondrial. J. Cell Sci.125, 3464–3473 (2012).

Papic, D., Krumpe, K., Dukanovic, J., Dimmer, K. S. & amp Rapaport, D. La proteína de membrana externa mitocondrial multiespan Ugo1 sigue una ruta de importación única dependiente de Mim1. J. Cell Biol.194, 397–405 (2011).

Hulett, J. M. y col. El segmento transmembrana de Tom20 es reconocido por Mim1 por acoplarse al complejo TOM mitocondrial. J. Mol. Biol.376, 694–704 (2008).

Popov-Čeleketić, J., Waizenegger, T. & amp Rapaport, D. Mim1 funciona en forma oligomérica para facilitar la integración de Tom20 en la membrana externa mitocondrial. J. Mol. Biol.376, 671–680 (2008).

Becker, T. et al. La proteína de importación mitocondrial Mim1 promueve la biogénesis de las proteínas de la membrana externa multicapa. J. Cell Biol.194, 387–395 (2011).

Dukanovic, J. & amp Rapaport, D. Múltiples vías en la integración de proteínas en la membrana externa mitocondrial. Biochim. Biophys. Acta1808, 971–980 (2011).

Keskin, A., Akdoğan, E. & amp Dunn, C. D. Evidencia de snorkeling con aminoácidos a partir de un análisis in vivo de alta resolución de la inserción del ancla de cola Fis1 en la membrana externa mitocondrial. Genética205, 691–705 (2017).

Vögtle, F. N. y col. El ácido fosfatídico lipídico fusogénico promueve la biogénesis de la proteína de la membrana externa mitocondrial Ugo1. J. Cell Biol.210, 951–960 (2015).

Sauerwald, J. y col. Pantallas de todo el genoma en Saccharomyces cerevisiae destacan el papel de la cardiolipina en la biogénesis de proteínas multicapa de la membrana externa mitocondrial. Mol. Celda. Biol.35, 3200–3211 (2015).

Albrecht, R. et al. El dominio de unión de Tim21 conecta las translocaciones de preproteínas de ambas membranas mitocondriales. Rep. EMBO7, 1233–1238 (2006).

Chacinska, A. et al. Las formas distintas de los supercomplejos de TOM-TIM mitocondriales definen estados dependientes de la señal de clasificación de preproteínas. Mol. Celda. Biol.30, 307–318 (2010).

Gold, V. A. M. y col. Visualización de complejos proteicos de membrana activos mediante criotomografía electrónica. Nat. Comun.5, 4129 (2014).

Qiu, J. y col. Acoplamiento de translocas de importación y exportación mitocondriales por formación de supercomplejos mediada por receptores. Celda154, 596–608 (2013). Este estudio identifica un supercomplejo TOM-SAM que facilita la transferencia eficiente de precursores de barril β desde el canal de importación de TOM a los sitios de inserción de la membrana SAM de la membrana externa mitocondrial.

Waegemann, K., Popov-Čeleketić, D., Neupert, W., Azem, A. & amp Mokranjac, D. Cooperación de los complejos TOM y TIM23 durante la translocación de proteínas en las mitocondrias. J. Mol. Biol.427, 1075–1084 (2015).

Wenz, L.-S. et al. Sam37 es crucial para la formación del supercomplejo TOM-SAM mitocondrial, promoviendo así la biogénesis de barril β. J. Cell Biol.210, 1047–1054 (2015).

Callegari, S. et al. TIM29 es una subunidad de la translocasa portadora humana necesaria para el transporte de proteínas. FEBS Lett.590, 4147–4158 (2016).

Kang, Y. et al. Tim29 es una nueva subunidad de la translocasa TIM22 humana y participa en el ensamblaje y la estabilidad complejos. eLsi5, e17463 (2016).

Gornicka, A. et al. Una vía discreta para la transferencia de proteínas del espacio intermembrana a través de la membrana externa de las mitocondrias. Mol. Biol. Celda25, 3999–4009 (2014).

Wiedemann, N. et al. Biogénesis del citocromo mitocondrial de levadura C: una relación única con la maquinaria TOM. J. Mol. Biol.327, 465–474 (2003).

Sinha, D., Srivastava, S., Krishna, L. & amp D’Silva, P. Desentrañar la intrincada organización de las translocaciones de presecuencia mitocondrial de mamíferos: existencia de múltiples translocas para el mantenimiento de la función mitocondrial. Mol. Celda. Biol.34, 1757–1775 (2014).

Rainbolt, T. K., Atanassova, N., Genereux, J. C. & amp Wiseman, R. L. La atenuación traslacional regulada por estrés adapta la importación de proteínas mitocondriales a través de la degradación de Tim17A. Cell Metab.18, 908–919 (2013).

Opalińska, M., Parys, K., Murcha, M. W. & amp Jańska, H. La proteasa i-AAA de la planta controla la renovación de un componente de importación de proteína mitocondrial esencial. J. Cell Sci.131, jcs200733 (2018).

Wenz, L.-S. et al. La vía de presecuencia está involucrada en la clasificación de proteínas hacia la membrana externa mitocondrial. Rep. EMBO15, 678–685 (2014).

Song, J., Tamura, Y., Yoshihisa, T. & amp Endo, T. Una ruta de importación novedosa para una proteína de la membrana externa mitocondrial de anclaje N ayudada por el complejo TIM23. Rep. EMBO15, 670–677 (2014).

Lee, C. M., Sedman, J., Neupert, W. & amp Stuart, R. A. La helicasa de ADN, Hmi1p, se transporta al interior de las mitocondrias mediante una señal de direccionamiento escindible C-terminal. J. Biol. Chem.274, 20937–20942 (1999).

Ieva, R. y col. La proteasa de la membrana interna mitocondrial promueve el ensamblaje de translocasas de presecuencia al eliminar una secuencia de dirección carboxi-terminal. Nat. Comun.4, 2853 (2013).

Sinzel, M. y col. Mcp3 es una nueva proteína de la membrana externa mitocondrial que sigue una vía de biogénesis dependiente de IMP única. Rep. EMBO17, 965–981 (2016).

Acin-Perez, R., Fernández-Silva, P., Peleato, M. L., Pérez-Martos, A. & amp Enríquez, J. A. Supercomplejos mitocondriales activos respiratorios. Mol. Celda32, 529–539 (2008).

Melber, A. & amp Winge, D. R. Secretos internos del respirasoma. Celda167, 1450–1452 (2016).

Wu, M., Gu, J., Guo, R., Huang, Y. & amp Yang, M. Estructura del supercomplejo respiratorio de mamíferos I1III2IV1. Celda167, 1598–1609 (2016). Este estudio proporciona una estructura de microscopía crioelectrónica del supercomplejo respiratorio de 1,7 MDa a una resolución casi atómica, que revela la disposición de los complejos I, III y IV y la posición de los cofactores y fosfolípidos..

Milenkovic, D., Blaza, J. N., Larsson, N.-G. & amp Hirst, J. El enigma del supercomplejo de la cadena respiratoria. Cell Metab.25, 765–776 (2017).

Schweppe, D. K. et al. Interactoma de la proteína mitocondrial dilucidado por espectrometría de masas de reticulación química. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos114, 1732–1737 (2017).

Chen, Y.-C. et al. Identificación de una proteína que media la estabilidad del supercomplejo respiratorio. Cell Metab.15, 348–360 (2012).

Strogolova, V., Furness, A., Robb-McGrath, M., Garlich, J. & amp Stuart, R. A. Rcf1 y Rcf2, miembros de la familia de proteínas del gen 1 inducido por hipoxia, son componentes críticos del citocromo mitocondrial antes de Cristo1-citocromo C supercomplejo oxidasa. Mol. Celda. Biol.32, 1363–1373 (2012).

Vukotic, M. et al. Rcf1 media el ensamblaje de la citocromo oxidasa y la formación del respirasoma, lo que revela la heterogeneidad del complejo enzimático. Cell Metab.15, 336–347 (2012).

Singhal, R. K. y col. Coi1 es un nuevo factor de ensamblaje del supercomplejo del complejo de levadura III-complejo IV. Mol. Biol. Celda28, 2609–2622 (2017).

Dannenmaier, S. et al. Marcado completo de isótopos estables nativos mediante aminoácidos de Saccharomyces cerevisiae para análisis proteómico global. Anal. Chem.90, 10501–10509 (2018).

van der Laan, M. y col. Un papel de Tim21 en la clasificación de preproteínas dependientes del potencial de membrana en las mitocondrias. Curr. Biol.16, 2271–2276 (2006).

Wiedemann, N., van der Laan, M., Hutu, D. P., Rehling, P. & amp Pfanner, N. El interruptor de clasificación de la translocasa de presecuencia mitocondrial implica el acoplamiento del módulo motor a la cadena respiratoria. J. Cell Biol.179, 1115–1122 (2007).

Mehnert, C. S. et al. El portador de ADP / ATP mitocondrial se asocia con la translocasa de presecuencia de la membrana interna de una manera estequiométrica. J. Biol. Chem.289, 27352–27362 (2014).

Dennerlein, S. et al. MITRAC7 actúa como acompañante específico de COX1 y revela un punto de control durante el citocromo C ensamblaje de oxidasa. Rep. Celular12, 1644–1655 (2015).

Mick, D. U. y col. MITRAC vincula la translocación de proteínas mitocondriales con el ensamblaje de la cadena respiratoria y la regulación de la traducción. Celda151, 1528–1541 (2012).

Richter-Dennerlein, R. et al. La síntesis de proteínas mitocondriales se adapta a la afluencia de proteínas codificadas en el núcleo. Celda167, 471–483 (2016). Este artículo identifica un mecanismo por el cual (MITRAC) los factores de ensamblaje ajustan la eficiencia de la síntesis mitocondrial de subunidades de la cadena respiratoria integradas en la membrana a la importación de proteínas asociadas codificadas en el núcleo, lo que se denomina plasticidad traduccional mitocondrial..

Stoldt, S. y col. Orquestación espacial de la traducción mitocondrial y ensamblaje del complejo OXPHOS. Nat. Cell Biol.20, 528–534 (2018).

Topf, U. et al. La proteómica cuantitativa identifica interruptores redox para la modulación de la traducción global por especies reactivas de oxígeno producidas mitocondrialmente. Nat. Comun.9, 324 (2018).

Floyd, B. J. y col. El mapeo de interacción de proteínas mitocondriales identifica reguladores de la función de la cadena respiratoria. Mol. Celda63, 621–632 (2016).

Stefely, J. A. et al. Funciones de las proteínas mitocondriales aclaradas mediante el perfil de espectrometría de masas multiómica. Nat. Biotechnol.34, 1191–1197 (2016).

Böttinger, L. et al. Los supercomplejos de la cadena respiratoria se asocian con el complejo de cisteína desulfurasa de la maquinaria de ensamblaje del grupo de hierro-azufre. Mol. Biol. Celda29, 776–785 (2018).

Gerdes, F., Tatsuta, T. & amp Langer, T. Proteasas AAA mitocondriales: hacia una comprensión molecular de las máquinas proteolíticas unidas a la membrana. Biochim. Biophys. Acta1823, 49–55 (2012).

Puchades, C. et al. La estructura de la membrana interna mitocondrial AAA + proteasa YME1 da una idea del procesamiento del sustrato. Ciencias358, eaao0464 (2017).

Wu, X., Li, L. & amp Jiang, H. La proteasa de la membrana interna mitocondrial Yme1 degrada las proteínas de la membrana externa Tom22 y Om45. J. Cell Biol.217, 139–149 (2018).

van der Laan, M., Bohnert, M., Wiedemann, N. & amp Pfanner, N. Papel de MINOS en la arquitectura y biogénesis de la membrana mitocondrial. Trends Cell Biol.22, 185–192 (2012).

Bohnert, M. y col. Papel del sistema organizador de la membrana interna mitocondrial en la biogénesis de proteínas de la membrana externa mitocondrial. Mol. Biol. Celda23, 3948–3956 (2012).

Zerbes, R. M. et al. Papel de MINOS en la arquitectura de la membrana mitocondrial: la morfología de las crestas y las interacciones de la membrana externa dependen diferencialmente de los dominios de mitofilina. J. Mol. Biol.422, 183–191 (2012).

Körner, C. et al. El dominio C-terminal de Fcj1 es necesario para la formación de uniones crista e interactúa con el complejo TOB / SAM en las mitocondrias. Mol. Biol. Celda23, 2143–2155 (2012).

Xie, J., Marusich, MF, Souda, P., Whitelegge, J. & amp Capaldi, RA La proteína de la membrana interna mitocondrial Mitofilin existe como un complejo con SAM50, metaxinas 1 y 2, espiral-espiral-hélice-espiral-espiral-hélice proteína que contiene el dominio 3 y 6 y DnaJC11. FEBS Lett.581, 3545–3549 (2007).

Rabl, R. y col. La formación de crestas y uniones de crestas en las mitocondrias depende del antagonismo entre Fcj1 y Su e / g. J. Cell Biol.185, 1047–1063 (2009).

Jans, D. C. et al. La microscopía de superresolución STED revela una serie de grupos MINOS a lo largo de las mitocondrias humanas. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos110, 8936–8941 (2013).

Barbot, M. y col. Mic10 se oligomeriza para doblar las membranas internas mitocondriales en las uniones de las crestas. Cell Metab.21, 756–763 (2015).

Bohnert, M. y col. Papel central de Mic10 en el sitio de contacto mitocondrial y el sistema de organización de crestas. Cell Metab.21, 747–755 (2015).

Rampelt, H. y col. Mic10, una subunidad central del sitio de contacto mitocondrial y el sistema de organización de las crestas, interactúa con el dimérico F1F0-ATP sintasa. J. Mol. Biol.429, 1162–1170 (2017).

Eydt, K., Davies, K. M., Behrendt, C., Wittig, I. & amp Reichert, A. S. La arquitectura de Cristae está determinada por una interacción del complejo MICOS y la ATP sintasa F1F0 a través de Mic27 y Mic10. Microb. Celda4, 259–272 (2017).

Friedman, J. R., Mourier, A., Yamada, J., McCaffery, J. M. & amp Nunnari, J. MICOS coordina con complejos respiratorios y lípidos para establecer la arquitectura de la membrana interna mitocondrial. Elife4, e07739 (2015).

Rampelt, H. y col. El ensamblaje del organizador de crestas mitocondriales Mic10 está regulado por el antagonismo Mic26-Mic27 y la cardiolipina. J. Mol. Biol.430, 1883–1890 (2018).

Barrera, M., Koob, S., Dikov, D., Vogel, F. & amp Reichert, A. S. OPA1 interactúa funcionalmente con MIC60 pero es prescindible para la formación de la unión de la cresta. FEBS Lett.590, 3309–3322 (2016).

Glytsou, C. y col. La atrofia óptica 1 es epistática al componente central MICOS MIC60 en el control de la forma de las crestas mitocondriales. Rep. Celular17, 3024–3034 (2016).

Itoh, K., Tamura, Y., Iijima, M. & amp Sesaki, H. Efectos de Fcj1-Mos1 y división mitocondrial en la agregación de nucleoides del ADN mitocondrial y morfología de orgánulos. Mol. Biol. Celda24, 1842–1851 (2013).

Li, H. y col. Mic60 / Mitofilin determina el ensamblaje de MICOS esencial para la dinámica mitocondrial y la organización de nucleoides del mtDNA. Diferencia de muerte celular.23, 380–392 (2016).

Kornmann, B. et al. Un complejo de anclaje ER-mitocondrias revelado por una pantalla de biología sintética. Ciencias325, 477–481 (2009). Este documento identifica al ERMES. Los sitios de contacto mediados por ERMES entre el RE y las mitocondrias están involucrados en la transferencia de lípidos y el mantenimiento de la morfología mitocondrial.

Meisinger, C. y col. La proteína de morfología mitocondrial Mdm10 funciona en el ensamblaje de la preproteína translocasa de la membrana externa. Dev. Celda7, 61–71 (2004).

Yamano, K., Tanaka-Yamano, S. & amp Endo, T. Mdm10 como componente dinámico del complejo TOB / SAM dirige el ensamblaje coordinado de Tom40. Rep. EMBO11, 187–193 (2010).

Flinner, N. et al. Mdm10 es una antigua porina eucariota que coexiste con el complejo ERMES. Biochim. Biophys. Acta1833, 3314–3325 (2013).

Ellenrieder, L. et al. Separación del ensamblaje de proteínas mitocondriales y el anclaje del retículo endoplásmico mediante acoplamiento selectivo de Mdm10. Nat. Comun.7, 13021 (2016).

Meisinger, C. y col. Clasificación de proteínas mitocondriales: diferenciación del ensamblaje de barril beta por segregación de Mdm10 mediada por Tom7. J. Biol. Chem.281, 22819–22826 (2006).

Stroud, D. A. y col. Composición y topología de la estructura de encuentro retículo endoplásmico-mitocondrias. J. Mol. Biol.413, 743–750 (2011).

Yamano, K., Tanaka-Yamano, S. & amp Endo, T. Tom7 regula el ensamblaje mediado por Mdm10 de la proteína del canal de importación mitocondrial Tom40. J. Biol. Chem.285, 41222–41231 (2010).

Müller, C. S. et al. Espectrometría de masa nativa azul crio-rebanada (csBN-MS), una tecnología novedosa para la creación de perfiles de complexomas de alta resolución. Mol. Celda. Proteom.15, 669–681 (2016).

Elbaz-Alon, Y. et al. Lam6 regula el alcance de los contactos entre orgánulos. Rep. Celular12, 7–14 (2015).

Murley, A. y col. Ltc1 es un transportador de esteroles localizado en ER y un componente de los contactos ER-mitocondrias y ER-vacuola. J. Cell Biol.209, 539–548 (2015). Las referencias 190 y 191 informan que la proteína de transferencia de lípidos Lam6 se localiza y regula los sitios de contacto entre el RE, las mitocondrias y otros orgánulos. Lam6 interactúa con el receptor Tom70 en los sitios de contacto ER-mitocondria.

Filadi, R. et al. TOM70 mantiene la bioenergética celular al promover la ER mediada por IP3R3 a la transferencia de Ca 2+ en las mitocondrias. Curr. Biol.28, 369–382 (2018). Este trabajo muestra que el receptor TOM70 de la membrana externa mitocondrial interactúa con los receptores de trifosfato de inositol del RE, apoyando la formación de sitios de contacto para Ca 2+ transferencia a las mitocondrias.

González Montoro, A. et al. Vps39 interactúa con Tom40 para establecer uno de dos sitios de contacto vacuola-mitocondrias funcionalmente distintos. Dev. Celda45, 621–636 (2018).

McLelland, G.-L., Lee, S. A., McBride, H. M. & amp Fon, E. A. Syntaxin-17 entrega vesículas mitocondriales PINK1 / dependientes de parkin al sistema endolisosómico. J. Cell Biol.214, 275–291 (2016).

Soubannier, V., Rippstein, P., Kaufman, B. A., Shoubridge, E. A. & amp McBride, H. M. La reconstitución de la formación de vesículas derivadas de mitocondrias demuestra el enriquecimiento selectivo de la carga oxidada. MÁS UNO7, e52830 (2012).

Soubannier, V. et al. Una vía de transporte vesicular transporta la carga desde las mitocondrias hasta los lisosomas. Curr. Biol.22, 135–141 (2012). Las referencias 195 y 196 informan que las condiciones de estrés pueden inducir la formación de vesículas derivadas de mitocondrias que transportan cargas seleccionadas, como proteínas oxidadas, a los lisosomas como parte de un sistema de control de calidad mitocondrial..

Hughes, A. L., Hughes, C. E., Henderson, K. A., Yazvenko, N. & amp Gottschling, D. E. Clasificación selectiva y destrucción de proteínas de la membrana mitocondrial en levadura envejecida. Elife5, e13943 (2016).

Chen, Y.-C. et al. Msp1 / ATAD1 mantiene la función mitocondrial al facilitar la degradación de proteínas ancladas a la cola mal localizadas. EMBO J.33, 1548–1564 (2014).

Okreglak, V. & amp Walter, P. La AAA-ATPasa Msp1 conservada confiere especificidad de orgánulos a proteínas ancladas en la cola. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos111, 8019–8024 (2014).

Weidberg, H. & amp Amon, A. MitoCPR: una vía de vigilancia que protege las mitocondrias en respuesta al estrés de la importación de proteínas. Ciencias360, eaan4146 (2018). Las referencias 198, 199 y 200 informan que la ATPasa Msp1 de tipo AAA extrae proteínas mal diferenciadas o no importadas de la membrana externa mitocondrial para su degradación por parte del proteasoma en el citosol..

Sekine, S. & amp Youle, R. J. PINK1 importa regulación de un fino sistema para transmitir el estrés mitocondrial al citosol. BMC Biol.16, 2 (2018).

Okamoto, K. Control de calidad: organelofagia: eliminación de componentes celulares mediante autofagia selectiva. J. Cell Biol.205, 435–445 (2014).

Suomalainen, A. & amp Battersby, B. J. Enfermedades mitocondriales: la contribución de las respuestas al estrés de los orgánulos a la patología. Nat. Rev. Mol. Celda. Biol.19, 77–92 (2018).

Frazier, A. E., Thorburn, D. R. & amp Compton, A. G. Trastornos de la generación de energía mitocondrial: genes, mecanismos y pistas para la patología. J. Biol. Chem.https://doi.org/10.1074/jbc.R117.809194 (2017).

Melber, A. & amp Haynes, C. M. Regulación y salida de UPRmt: una respuesta al estrés mediada por la comunicación mitocondrial-nuclear. Cell Res.28, 281–295 (2018).

Nargund, A. M., Pellegrino, M. W., Fiorese, C. J., Baker, B. M. & amp Haynes, C. M. La eficiencia de importación mitocondrial de ATFS-1 regula la activación de la UPR mitocondrial. Ciencias337, 587–590 (2012). La importación de proteínas mitocondriales deteriorada activa una respuesta de proteína desplegada. El factor de transcripción ATFS-1 normalmente se importa a las mitocondrias y se degrada. La alteración de la importación mitocondrial conduce a la acumulación citosólica de ATFS-1 y la translocación al núcleo, donde induce la expresión de acompañantes y otros factores de rescate..

Fiorese, C. J. et al. El factor de transcripción ATF5 media una UPR mitocondrial de mamíferos. Curr. Biol.26, 2037–2043 (2016).

Wrobel, L. y col. Las proteínas mitocondriales erróneas activan una respuesta proteostática en el citosol. Naturaleza524, 485–488 (2015).

Wang, X. & amp Chen, X. J. Una red citosólica que suprime el estrés proteostático mediado por mitocondrias y la muerte celular. Naturaleza524, 481–484 (2015). Las referencias 208 y 209 identifican una respuesta al estrés inducida por la acumulación de proteínas precursoras mitocondriales en el citosol. La respuesta conduce a una disminución en la síntesis de proteínas citosólicas y a un aumento de la actividad proteasomal para reducir la acumulación de proteínas tóxicas mal dirigidas..

Bragoszewski, P. et al. Retrotranslocación de proteínas del espacio intermembrana mitocondrial. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos112, 7713–7718 (2015).

Bragoszewski, P., Gornicka, A., Sztolsztener, M. E. & amp Chacinska, A. El sistema ubiquitina-proteasoma regula las proteínas del espacio intermembrana mitocondrial. Mol. Celda. Biol.33, 2136–2148 (2013).

Kowalski, L. et al. Determinantes del recambio citosólico de las proteínas del espacio intermembrana mitocondrial. BMC Biol.16, 66 (2018).

Akabane, S. et al. PKA regula la estabilidad de PINK1 y el reclutamiento de Parkin a las mitocondrias dañadas a través de la fosforilación de MIC60. Mol. Celda62, 371–384 (2016).

Tsai, P.-I. et al. PINK1 fosforila MIC60 / mitofilina para controlar la plasticidad estructural de las uniones de las crestas mitocondriales. Mol. Celda69, 744–756 (2018).

Ruan, L. y col. Proteostasis citosólica mediante la importación de proteínas mal plegadas a las mitocondrias. Naturaleza543, 443–446 (2017).

Anand, R. y col. La proteasa i-AAA YME1L y OMA1 escinden OPA1 para equilibrar la fusión y fisión mitocondrial. J. Cell Biol.204, 919–929 (2014).

Ehses, S. et al. Regulación del procesamiento de OPA1 y fusión mitocondrial por isoenzimas de proteasa m-AAA y OMA1. J. Cell Biol.187, 1023–1036 (2009).

Song, Z., Chen, H., Fiket, M., Alexander, C. & amp Chan, D. C. El procesamiento de OPA1 controla la fusión mitocondrial y está regulado por el empalme de ARNm, el potencial de membrana y Yme1L. J. Cell Biol.178, 749–755 (2007).

Mossmann, D. y col. El péptido β-amiloide induce la disfunción mitocondrial mediante la inhibición de la maduración de las preproteínas. Cell Metab.20, 662–669 (2014).

Schapira, A. H. Enfermedades mitocondriales. Lanceta379, 1825–1834 (2012).

Okatsu, K., Kimura, M., Oka, T., Tanaka, K. & amp Matsuda, N. La localización no convencional de PINK1 en la membrana externa de las mitocondrias despolarizadas impulsa el reclutamiento de Parkin. J. Cell Sci.128, 964–978 (2015).

Bertolin, G. y col. La maquinaria TOMM es un interruptor molecular en el aclaramiento mitocondrial dependiente de PINK1 y PARK2 / PARKIN. Autofagia9, 1801–1817 (2013).

Lazarou, M., Jin, S. M., Kane, L. A. & amp Youle, R. J. Papel de la unión de PINK1 al complejo TOM y membranas intracelulares alternas en el reclutamiento y activación de la ligasa E3 Parkin. Dev. Celda22, 320–333 (2012). Este estudio muestra que tras la disipación del potencial de la membrana mitocondrial, la quinasa PINK1 se acumula en la membrana externa mitocondrial en un complejo con el TOM..

Liu, F., Rijkers, D. T. S., Post, H. & amp Heck, A. J. R. Perfilado de conjuntos de proteínas en todo el proteoma mediante espectrometría de masas de reticulación. Nat. Métodos12, 1179–1184 (2015).

Huttlin, E. L. et al. La arquitectura del interactoma humano define las comunidades de proteínas y las redes de enfermedades. Naturaleza545, 505–509 (2017).

Wai, T. et al. El andamio de membrana SLP2 ancla un centro proteolítico en la mitocondria que contiene PARL y la proteasa i-AAA YME1L. Rep. EMBO17, 1844–1856 (2016).

Segev, N. & amp Gerst, J. E. Los ribosomas especializados y los parálogos de proteínas ribosómicas específicas controlan la traducción de proteínas mitocondriales. J. Cell Biol.217, 117–126 (2018).

Hoseini, H. et al. La cochaperona citosólica Sti1 es relevante para la biogénesis y morfología mitocondrial. FEBS J.283, 3338–3352 (2016).

Jores, T. et al. Las chaperonas citosólicas Hsp70 y Hsp40 permiten la biogénesis de proteínas de barril β mitocondriales. J. Cell Biol.217, 3091–3108 (2018).

Opalinski, L. et al. El reclutamiento de proteínas J citosólicas por los receptores TOM promueve la biogénesis de proteínas mitocondriales. Rep. Celular25, 2036–2043 (2018).

Hansen, K. G. y col. Una vía de recuperación de la superficie del RE protege la importación de proteínas de la membrana mitocondrial en la levadura. Ciencias361, 1118–1122 (2018).

Ben-Menachem, R. & amp Pines, O. Detección de doble objetivo y función dual de proteínas mitocondriales en levadura. Methods Mol. Biol.1567, 179–195 (2017).

Harsman, A. & amp Schneider, A. Importación de proteínas mitocondriales en tripanosomas: espere lo inesperado. Tráfico18, 96–109 (2017).

Dienhart, M. K. & amp Stuart, R. A. La proteína de levadura Aac2 existe en asociación física con el supercomplejo citocromo bc1-COX y la maquinaria TIM23. Mol. Biol. Celda19, 3934–3943 (2008).

Takakubo, F. et al. Una sustitución de aminoácidos en el gen alfa de la piruvato deshidrogenasa E1, que afecta la importación mitocondrial de la proteína precursora. Soy. J. Hum. Gineta.57, 772–780 (1995).

Messmer, M. y col. Una mutación relacionada con una patología humana evita la importación de una aminoacil-tRNA sintetasa en las mitocondrias. Biochem. J.433, 441–446 (2011).

Purdue, P. E., Allsop, J., Isaya, G., Rosenberg, L.E. & amp Danpure, C. J. La confusión de L-alanina peroxisomal: glioxilato aminotransferasa a mitocondrias en pacientes con hiperoxaluria primaria depende de la activación de una secuencia de dirección mitocondrial críptica por una mutación puntual. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos88, 10900–10904 (1991).

Danpure, C. J., Cooper, P. J., Wise, P. J. & amp Jennings, P. R. Un defecto de tráfico de enzimas en dos pacientes con hiperoxaluria primaria tipo 1: alanina peroxisomal / glioxilato aminotransferasa desviada a mitocondrias. J. Cell Biol.108, 1345–1352 (1989).

Klootwijk, E. D. et al. Confusión de EHHADH peroxisomal y síndrome de Fanconi renal hereditario. N. Engl. J. Med.370, 129–138 (2014).

Di Fonzo, A. y col. La proteína del sistema de transmisión de disulfuro mitocondrial GFER está mutada en miopatía autosómica recesiva con cataratas y deficiencia combinada de la cadena respiratoria. Soy. J. Hum. Gen.84, 594–604 (2009).

Ceh-Pavia, E., Ang, S. K., Spiller, M. P. & amp Lu, H. La mutación asociada a la enfermedad de la tiol oxidasa mitocondrial Erv1 altera la unión del cofactor durante su reacción catalítica. Biochem. J.464, 449–459 (2014).

Shahrour, M. A. et al. Encefalopatía epiléptica mitocondrial, aciduria 3-metilglutacónica y deficiencia variable del complejo V asociado a mutaciones TIMM50. Clin. Gineta.91, 690–696 (2017).

Reyes, A. et al. Mutaciones en TIMM50 comprometer la supervivencia celular en condiciones metabólicas dependientes de OxPhos. EMBO Mol. Medicina.10, e8698 (2018).

Ojala, T. et al. Nueva mutación del ADN mitocondrial JC19 que causa miocardiopatía dilatada y no compactada, anemia, ataxia y anomalías genitales masculinas. Pediatr. Res.72, 432–437 (2012).

Davey, K. M. y col. La mutación de DNAJC19, un homólogo humano de las co-chaperonas de la membrana mitocondrial interna de la levadura, causa el síndrome DCMA, una nueva condición autosómica recesiva similar al síndrome de Barth. J. Med. Gen.43, 385–393 (2006).

Richter-Dennerlein, R. et al. DNAJC19, una cochaperona mitocondrial asociada con miocardiopatía, forma un complejo con prohibitinas para regular la remodelación de cardiolipina. Cell Metab.20, 158–171 (2014).

Schusdziarra, C., Blamowska, M., Azem, A. & amp Hell, K. La proteína J controlada por metilación La MCJ actúa en la importación de proteínas a las mitocondrias humanas. Tararear. Mol. Gineta.22, 1348–1357 (2013).

Mehawej, C. y col. El deterioro de la función MAGMAS en humanos es responsable de una displasia esquelética grave. PLOS Genet.10, e1004311 (2014).

Jobling, R. K. et al. Las mutaciones de PMPCA causan un procesamiento anormal de proteínas mitocondriales en pacientes con ataxia cerebelosa no progresiva. Cerebro138, 1505–1517 (2015).

Vögtle, F. N. y col. Las mutaciones en PMPCB que codifican la subunidad catalítica de la proteasa de presecuencia mitocondrial causan neurodegeneración en la primera infancia. Soy. J. Hum. Gen.102, 557–573 (2018).

Eldomery, M. K. et al. Las variantes recesivas de MIPEP causan un síndrome de no compactación del ventrículo izquierdo, hipotonía y muerte infantil. Genome Med.8, 106 (2016).

Otto, E. A. et al. Análisis de mutación de 18 genes de la enfermedad de ciliopatía asociada a nefronoptisis utilizando una combinación de ADN y una estrategia de secuenciación de próxima generación. J. Med. Gen.48, 105–116 (2011).

O'Toole, J. F. et al. Los individuos con mutaciones en XPNPEP3, que codifica una proteína mitocondrial, desarrollan una nefropatía similar a la nefronoptisis. J. Clin. Invertir.120, 791–802 (2010).

Magen, D. y col. La chaperonopatía mitocondrial de Hsp60 causa un trastorno neurodegenerativo autosómico recesivo relacionado con hipomielinización cerebral y leucodistrofia. Soy. J. Hum. Gen.83, 30–42 (2008).

Hansen, J. J. et al. La paraplejía espástica hereditaria SPG13 se asocia con una mutación en el gen que codifica la chaperonina mitocondrial Hsp60. Soy. J. Hum. Gineta.70, 1328–1332 (2002).

Bie, A. S. y col. Efectos de una mutación en el gen HSPE1 que codifica la cochaperonina mitocondrial HSP10 y su posible asociación con un trastorno neurológico y del desarrollo. Parte delantera. Mol. Biosci.3, e874 (2016).

Koehler, C. M. y col. El síndrome de distonía sordera humana es una enfermedad mitocondrial. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos96, 2141–2146 (1999).

Roesch, K., Curran, S. P., Tranebjaerg, L. & amp Koehler, C. M. El síndrome de distonía de sordera humana está causado por un defecto en el ensamblaje del complejo DDP1 / TIMM8a-TIMM13. Tararear. Mol. Gineta.11, 477–486 (2002).

Mayr, J. A. et al. La falta de la proteína mitocondrial acilglicerol quinasa causa el síndrome de Sengers. Soy. J. Hum. Gen.90, 314–320 (2012).

Kang, Y. et al. La acilglicerol quinasa mitocondrial asociada al síndrome de Sengers es una subunidad del complejo de importación de proteínas TIM22 humano. Mol. Celda67, 457–470 (2017).

Vukotic, M. et al. La acilglicerol quinasa mutada en el síndrome de Sengers es una subunidad de la proteína TIM22 translocase en las mitocondrias. Mol. Celda67, 471–483 (2017).

Kukat, C. y col. La unión cruzada de TFAM a una sola molécula de mtDNA forma el nucleoide mitocondrial. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos112, 11288–11293 (2015).


Parte 2: Control de calidad de la localización de proteínas

00: 00: 13.03 Hola.
00: 00: 14.03 Mi nombre es Manu Hegde.
00: 00: 15.03 Soy líder de grupo en el Laboratorio de Biología Molecular MRC en Cambridge, Inglaterra, y
00: 00: 20.10 hoy les voy a hablar sobre cómo se monitorea la localización de proteínas para detectar errores y fallas.
00: 00: 26.09 Ahora, esta es la segunda parte de un juego de tres. de una serie de tres charlas, y en la primera
00: 00: 31.24 parte Les di una historia de cómo se descubrieron los principios básicos de la localización de proteínas.
00: 00: 38.18 Entonces, por ejemplo, en una célula tienes muchos compartimentos diferentes: peroxisomas, mitocondrias,
00: 00: 44.13 ER, y así sucesivamente, y lo que discutí fueron los principios básicos por los cuales las proteínas son
00: 00: 50.11 segregadas selectivamente entre estos diferentes compartimentos.
00: 00: 53.22 Y la idea es que, a medida que las proteínas se sintetizan o poco después de su síntesis,
00: 00: 59.19 secuencias específicas dentro de ellas son reconocidas, y esas secuencias luego son reconocidas por
00: 01: 06.16 maquinaria que los lleva a estos diferentes orgánulos.
00: 01: 09.18 Ahora, por muy bueno que sea este sistema, resulta que el sistema falla de vez en cuando
00: 01: 16.00 no solo puede tener mutaciones genéticas en una proteína, por ejemplo, en la secuencia señal,
00: 01: 20.14 que puede hacer que no se transloque correctamente, pero incluso podría tener problemas genéticos
00: 01: 25.03 mutaciones en la maquinaria que media el direccionamiento a estos diferentes orgánulos.
00: 01: 30.08 Entonces, ¿cómo maneja la célula estos fallos?
00: 01: 33.17 Y, de hecho, este no fue un problema que realmente se consideró durante gran parte del papel.
00: 01: 39.06 del período en que se estaba descifrando la maquinaria para la focalización y la translocación.
00: 01: 44.03 Y entonces, lo que les voy a contar es realmente mi propia experiencia personal sobre cómo
00: 01: 48.15 nos dimos cuenta de que la segregación de proteínas en orgánulos podría de hecho ser propensa a fallar
00: 01: 54.03 a un ritmo más alto de lo que realmente apreciamos, por qué creemos que esto es importante y qué
00: 01: 58.20 son las consecuencias y, lo más importante, cómo la célula ha desarrollado mecanismos para lidiar con
00: 02: 05.05 errores en la localización de proteínas.
00: 02: 08.07 Entonces, la historia comienza cuando era un estudiante de posgrado en UCSF, y cuando estaba en UCSF
00: 02: 15.09 se unió a un laboratorio, el laboratorio de Vishu Lingappa, que estaba interesado en cómo las proteínas ingresan al
00: 02: 20.24 retículo endoplásmico.
00: 02: 22.14 Ahora, la sala de emergencias. y aquí se muestra una imagen del RE en una célula típica de cultivo de tejidos.
00: 02: 28.21 es un vasto orgánulo que es distr. que se distribuye por toda la celda, y los tipos
00: 02: 33.23 de las proteínas que ingresan al RE son proteínas que eventualmente tienen que residir en la membrana
00: 02: 39.10 de la superficie celular o varias membranas intracelulares, o se secretan al exterior
00: 02: 44.08 de la celda.
00: 02: 45.13 Y entonces lo que sucede es que esas proteínas son sintetizadas por ribosomas citosólicos que
00: 02: 51.03 se llevan selectivamente a la superficie del RE donde las proteínas se importan
00: 02: 55.09 a través de la membrana o insertado en la membrana, antes de ser transportado a otras partes de la célula.
00: 03: 01.19 Y así fue históricamente este proceso. fue estudiado para tratar de comprender los mecanismos
00: 03: 07.03 de cómo funcionan estos eventos es tratar de reconstituir algunos de estos eventos, como la translocación
00: 03: 13.03 de una proteína a través de la membrana, en un sistema de probeta.
00: 03: 17.16 Y entonces la idea es que, si pudieras separar los componentes involucrados en tal proceso,
00: 03: 22.05 puede que comprenda la maquinaria que lo hace funcionar.
00: 03: 24.23 Y entonces hablé de algunos de los experimentos que llevaron a eso. uhh. los principios básicos
00: 03: 29.06 en la primera parte de la charla, así que este es el tipo de experimento que haríamos
00: 03: 33.11 en el laboratorio cuando era estudiante.
00: 03: 36.02 Entonces, lo que contiene este sistema es un citosol que contiene todos los factores necesarios para la síntesis de proteínas.
00: 03: 43.21 Agregaríamos un aminoácido marcado radiactivamente, que es. que suele ser metionina S-35,
00: 03: 50.12 y, si desea estudiar la importación de proteínas, agregaría una fuente de vesículas ER, que
00: 03: 55.21 generalmente se aísla del páncreas.
00: 03: 58.06 Y puede manipular estos y muchos otros componentes del sistema
00: 04: 01.20 para intentar diseccionar los procesos.
00: 04: 03.21 Entonces, por supuesto, el proceso de translocación de proteínas se estudió históricamente con proteínas modelo.
00: 04: 10.01 eso. que se someten a una translocación con bastante eficacia.
00: 04: 14.01 Y entonces, uno de esos sistemas modelo que ha sido ampliamente estudiado es la hormona prolactina.
00: 04: 21.00 Y entonces, ¿qué sucede cuando sintetizas tal. tal proteína en este lisado in vitro
00: 04: 26.04 es si sintetiza la proteína sin ninguna membrana ER, así que eso se muestra todo el tiempo
00: 04: 31.02 a la izquierda aquí - obtienes un producto que se denomina precursor, y eso es porque,
00: 04: 36.18 sin ningún lugar para esa proteína, se sintetiza y se retiene en el citosol
00: 04: 41.23 donde todavía contiene su péptido señal.
00: 04: 44.20 Si, sin embargo, tiene una reacción completa que tiene todos los factores, entonces la proteína
00: 04: 49.23 se importa con éxito a la sala de emergencias, donde ese péptido de señal se elimina y se obtiene
00: 04: 55.14 una forma madura de la proteína.
00: 04: 57.21 Entonces, eso tiene mucho sentido y, por supuesto, puede demostrar que esa proteína entró en
00: 05: 02.01 la luz de la sala de emergencias porque si digieres esa muestra con proteasa, entonces retienes
00: 05: 08.14 protección de ese producto, y eso es porque está protegido dentro del lumen de estas vesículas.
00: 05: 13.18 Y si agrega proteasa en presencia de un poco de detergente, ¿cuál es este carril en blanco sobre
00: 05: 17.14 aquí, entonces todo se digiere.
00: 05: 19.24 Entonces, eso se ve muy bien, y exactamente este sistema se usó para diseccionar la secuencia de eventos.
00: 05: 25.04 que conducen a la orientación y la translocación de dicha proteína a través de la membrana.
00: 05: 30.04 Ahora, de vez en cuando, es posible que desee observar proteínas que no son modelo.
00: 05: 34.20 Ahora, ¿por qué harías eso?
00: 05: 36.03 Bueno, una de las principales razones por las que observa otras proteínas es si son particularmente
00: 05: 40.17 interesantes por otras razones, como su importancia fisiológica, o tal vez son
00: 05: 45.15 involucrado en la enfermedad.
00: 05: 47.12 Y así, cuando estaba en el laboratorio de Vishu, uno de los laboratorios al otro lado del pasillo era el de Stan Prusiner.
00: 05: 51.18 laboratorio, y el laboratorio de Prusiner estaba muy interesado en un conjunto de enfermedades neurodegenerativas llamadas
00: 05: 56.18 enfermedades priónicas.
00: 05: 58.08 Y esto parecía ser un conjunto muy fascinante de enfermedades, que de alguna manera giraban en torno a
00: 06: 02.15 plegamiento incorrecto de proteínas.
00: 06: 04.00 Entonces, Vishu en algún momento decidió tratar de ver qué sucede con la proteína priónica cuando
00: 06: 09.02 se sintetiza por primera vez.
00: 06: 11.03 Y se pensó que estaba ingresando a la sala de emergencias porque eventualmente va a la superficie de la celda,
00: 06: 16.23 y entonces nos preguntamos, bueno, ¿cómo se dobla normalmente cuando se hace por primera vez?
00: 06: 22.10 Y se obtiene un resultado algo sorprendente.
00: 06: 25.22 Entonces, aquí hay un experimento en el que sintetizas proteína priónica y en el primer carril tienes
00: 06: 30.18 la reacción completa.
00: 06: 32.00 Y, por supuesto, como era de esperar, el producto principal es el producto maduro, el que corresponde
00: 06: 37.03 a la proteína que atraviesa la membrana y procesa su péptido señal.
00: 06: 41.18 Pero, lo que ves es que queda un poco de precursor.
00: 06: 45.18 Entonces, eso no se vio del todo con la prolactina, que parecía ser un poco más eficiente, así que
00: 06: 50.18 lo que realmente sugirió fue que había un poco de ineficacia en la que este precursor
00: 06: 55.18 se retuvo parcialmente en el citosol.
00: 06: 57.19 Pero, lo un poco más sorprendente son estas bandas débiles que se ven más cerca de
00: 07: 02.06 la parte inferior del gel, y estos se generaron cuando trató la muestra con proteasa.
00: 07: 07.14 Y lo que sucede entonces es que parte de la proteína se digiere en fragmentos más pequeños.
00: 07: 12.17 Ahora, tomó un poco de trabajo de detective averiguar exactamente lo que estos fragmentos
00: 07: 16.17 lo eran, pero resultan ser formas transmembrana de la proteína.
00: 07: 20.23 Entonces, la razón por la que generan estos fragmentos es que la parte citosólica se digiere
00: 07: 25.15 por proteasa, aquí y aquí, dejando las otras partes protegidas de la proteasa.
00: 07: 32.00 Y debido a que estos fragmentos protegidos son de tamaños ligeramente diferentes, se obtienen dos
00: 07: 36.10 bandas en la parte inferior del gel.
00: 07: 38.06 Entonces, ¿qué estaba pasando exactamente aquí?
00: 07: 40.14 Y un poco más de trabajo de detective de varios experimentos que hice demostraron
00: 07: 46.06 que lo que estaba sucediendo es que había esta región de la proteína que estaba ligeramente
00: 07: 52.05 hidrofóbica, entonces miras esta región hidrofóbica y tiene un montón de residuos que
00: 07: 56.22 son moderadamente hidrofóbicos, como la alanina, y algunos que son más hidrofóbicos,
00: 08: 01.00 como leucina o valina.
00: 08: 02.21 Y resulta que esta secuencia parece casi un segmento transmembrana.
00: 08: 08.10 Y entonces lo que parecía estar sucediendo es que, cuando lo haces en este sistema in vitro,
00: 08: 13.00 los componentes de ese sistema parecen no reconocer que esta proteína debe ser translocada
00: 08: 19.04 a través de la membrana y una pequeña cantidad se inserta en la bicapa.
00: 08: 25.02 Y entonces, en este punto, estos fueron solo los experimentos iniciales que hice cuando estaba por primera vez
00: 08: 29.21 comenzando en el laboratorio, y pensé que sería muy interesante descubrir
00: 08: 34.13 cómo es que se generan estos formularios, porque parecía muy interesante.
00: 08: 38.15 Era diferente a la proteína modelo prolactina y no solo quería averiguar la secuencia
00: 08: 43.06 de los eventos que llevaron a estos. estas formas transmembrana, pero para identificar los factores que estaban involucrados
00: 08: 48.03 al hacerlos.
00: 08: 49.11 Entonces, esto es lo que me propuse hacer para mi doctorado, y cuando luego fui y le propuse esto a
00: 08: 55.00 mi comité de examen de calificación pensaron que era una idea terrible.
00: 08: 58.19 Y, por supuesto, tenían razón, porque después de todas estas formas sólo se habían visto en
00: 09: 04.00 esta reacción in vitro.
00: 09: 05.08 La reacción in vitro, desde cierta perspectiva, parece muy extraña porque está hecha de un
00: 09: 11.00 lisado de reticulocitos, membranas que provienen del páncreas. mientras que la proteína priónica
00: 09: 16.10 se expresa principalmente en neuronas.
00: 09: 18.15 Y así fue. se consideró que estos eran casi con certeza artefactos y luego
00: 09: 23.16 reprobé mis exámenes de calificación.
00: 09: 25.13 Entonces, ¿qué iba a hacer?
00: 09: 27.19 Bueno, la preocupación era que esto era realmente irrelevante para cualquier cosa biológicamente significativa,
00: 09: 33.19 así que, por supuesto, quería ver si ese era el caso o no.
00: 09: 37.23 Y así fue el experimento, ya que sabíamos qué fue lo que causó que esto se hiciera en
00: 09: 43.03 una forma transmembrana, podríamos tomar esa región de la proteína y aumentar la hidrofobicidad
00: 09: 48.17 de algunos de los aminoácidos, por ejemplo, esta alanina cambió a valina.
00: 09: 53.09 Y luego, para ver si estos formularios eran importantes, podría determinar si estos cambios,
00: 09: 59.06 que en un sistema in vitro condujo a un poco más de esta forma transmembrana, tenía alguna
00: 10: 03.20 consecuencia cuando lo expresaste en ratones transgénicos.
00: 10: 07.13 Y por eso trabajamos con el laboratorio Prusiner, que tenía excelentes instalaciones para ratones, para expresar estos
00: 10: 12.00 en ratones y ver qué pasa.
00: 10: 14.07 Y, por supuesto, durante los pocos años que tardó en esperar a que esos ratones se hicieran
00: 10: 19.03 y esperar a ver si tenían algún fenotipo, luego volví al laboratorio y aprendí bioquímica
00: 10: 24.00 y de hecho trabajé un poco para tratar de averiguar cómo se hacen estos formularios.
00: 10: 28.23 Entonces, el resultado fue sorprendente.
00: 10: 31.05 En primer lugar, los ratones de tipo salvaje o los ratones que no tienen proteína priónica viven razonablemente
00: 10: 36.10 Larga vida: viven entre dos y tres años.
00: 10: 39.12 Pero, cuando expresas estas mutaciones, por ejemplo, esta mutación de alanina a valina o
00: 10: 44.17 esta mutación de asparagina a isoleucina, los ratones sufrieron neurodegeneración y murieron antes
00: 10: 49.21 y edades anteriores.
00: 10: 51.13 Y la cantidad de tiempo que vivieron correspondió inversamente a la cantidad de esta transmembrana
00: 10: 57.00 formulario que se estaba generando en base a nuestros estudios in vitro.
00: 11: 01.10 Y si mirabas en los cerebros de estos ratones, parecía que estaban desarrollando este
00: 11: 05.12 tipo de neurodegeneración espongiforme que se había observado en ciertos pacientes con
00: 11: 11.07 mutaciones similares.
00: 11: 13.08 Entonces, lo que podemos concluir de estos estudios es que aparentemente la célula, o el cerebro
00: 11: 19.05 - tolera un poco esta forma transmembrana, y cuando hicimos mediciones cuidadosas pudimos
00:11: 23.19 detecta un par por ciento hecho en esta forma transmembrana particular, pero las mutaciones que resultan
00: 11: 30.04 en un poco más, por ejemplo en lugar de 2%, 5%, es suficiente para causar neurodegeneración.
00:11: 37.16 Y eso fue cierto no solo en ratones, sino que resultó que en esa central hidrofóbica
00: 11: 41.21, había una serie de familias que tenían mutaciones que eran muy similares a las
00:11: 46.15 artificiales que habíamos hecho, en los que se cambiaban residuos como alanina o glicina a
00: 11: 51.13 más residuos hidrofóbicos.
00: 11: 53.09 Entonces, parecía, de hecho, que la ubicación incorrecta de la proteína en la membrana cuando estaba
00:11: 58.19 que se supone que no debe estar en la membrana puede ser perjudicial, y eso nos convirtió en un gran
00: 12: 03.21 un poco más interesado en cómo se generó realmente este formulario.
00: 12: 08.11 Entonces, por supuesto, dejé el laboratorio y comencé mi propio laboratorio, y en las primeras partes de
00: 12: 15.03 nuestros estudios luego intentamos investigar cómo esta forma transmembrana, aquí, se genera
00: 12: 20.20 cuando comienzas con una proteína que recién se está sintetizando.
00: 12: 24.04 Entonces, queríamos llenar este vacío entre cuando comienzas la síntesis y cómo obtienes esta
00: 12: 28.20 forma transmembrana.
00: 12: 30.10 Y entonces, Soo Jung Kim, quien fue el primer postdoctorado en unirse a mi laboratorio, tomó este proyecto y
00: 12: 35.24 lo que Soo descubrió fue que después de que inicialmente comienzas a producir tu proteína, ese péptido señal
00: 12: 41.18 que está en la proteína priónica es reconocida por la partícula de reconocimiento de señal, SRP, y
00: 12: 45.19 SRP tiene un receptor en el surf. en la superficie del RE llamado receptor SRP, y luego eso
00:12: 53.18 la proteína se transfiere al canal de translocación.
00:12: 57.03 Entonces, hasta este punto, todo se ve exactamente igual que para cualquier proteína modelo,
00: 13: 01.24 y esto es lo que sucede con casi todas las proteínas que se supone que se importan
00: 13: 05.15 en el lumen.
00: 13: 06.15 Y, de hecho, el siguiente paso sería que esta señal activara el canal Sec61,
00: 13: 11.16 abrir ese canal, y la proteína atravesaría la membrana.
00:13: 14.20 Entonces, ¿qué estaba pasando aquí?
00: 13: 17.09 Resultó que cuando miramos detenidamente, la interacción entre la señal y el
00: 13: 22.02 el translocón era un poco más dinámico que, por ejemplo, la proteína modelo prolactina, y
00: 13: 28.01, así que entre el 10 y el 20% de las veces el péptido señal no encajaba correctamente, y luego,
00: 13: 35.01 debido a que todos estos eventos aquí ocurren de manera cotraduccional, la proteína continúa
00: 13: 40.05 se sintetiza y esta región hidrofóbica, que está en rojo, se sintetiza y comienza
00:13: 45.18 saliendo del ribosoma.
00:13: 47.19 Y cuando eso sucede, ahora tienes una región hidrofóbica que se parece un poco a una transmembrana.
00: 13: 52.14 segmento, justo al lado del canal de translocación, que está diseñado para reconocer
00: 13: 57.14 segmentos transmembrana.
00:13: 59.09 Entonces, una pequeña cantidad de tiempo, esa región transmembrana se inserta en la membrana a través de Sec61.
00: 14: 06.09 El resto del tiempo, estos productos fallidos simplemente se liberan en el citosol y eso
00: 14: 12.04 El producto citosólico se degrada.
00: 14: 15.04 Y entonces esto proporcionó, entonces, una secuencia de eventos sobre cómo podría generar
00:14: 19.18 esta forma transmembrana.
00:14: 21.16 Pero, por supuesto, fue un poco desconcertante porque. ¿Por qué tendrías una proteína cuya señal
00:14:26 ¿El péptido no era idealmente eficiente como lo era la señal de prolactina?
00:14: 31.03 Y lo que fue aún más desconcertante es cuando miramos el péptido señal de la proteína priónica
00: 14: 35.08 de diferentes especies, por ejemplo, bovinos o ratones, ratas, humanos, siempre estaban ligeramente
00: 14: 41.17 ineficaz hasta casi el mismo grado.
00:14: 44.03 Entonces no estaba claro por qué debería ser así y sospechamos que tal vez hubiera
00:14: 48.04 ciertas condiciones en las que tener este tipo de señal era beneficioso.
00:14: 53.07 Y entonces Sang-Wook Kang en el laboratorio decidió investigar esto, y lo que Sang encontró, y
00: 15: 00.05 estaba trabajando con Neena Rane, otro postdoctorado en el laboratorio, es que esta interacción dinámica
00: 15: 06.03 es, en condiciones normales, lo que da como resultado que aproximadamente el 80-90% de la proteína ingrese al RE,
00: 15: 12.10 y un poco liberado al citosol.
00: 15: 14.17 Pero, en condiciones de estrés ER agudo, y lo que es estrés ER es cuando la capacidad de plegado
00: 15: 20.17 de la luz de la sala de emergencias está comprometida, entonces la situación era diferente.
00: 15: 25.00 Y ahora, una proporción mucho mayor de la proteína fue rechazada y menos ingresa al
00: 15: 31.15 lumen de esta ER estresada.
00: 15: 34.03 Y resulta que esto es beneficioso para la célula.
00: 15: 36.24 Y la forma en que sabemos esto es porque si reemplazas el péptido señal de la proteína priónica
00: 15: 41.05 con un péptido señal mucho más eficiente, entonces la proteína se ve obligada a entrar en el
00: 15: 45.18 ER y, en condiciones de estrés agudo de ER, termina agregándose en la luz de ER,
00: 15: 51.20 y eso resulta ser perjudicial.
00: 15: 53.10 Entonces, esto proporcionó una explicación razonablemente satisfactoria para al menos una situación en la que
00: 15: 59.04 tener este tipo de señal es beneficioso.
00: 16: 02.08 Y, por supuesto, las proteínas como la prolactina se translocan constitutivamente incluso en condiciones
00: 16: 09.04 de estrés en urgencias.
00:16: 12.05 Entonces, ¿qué sucede cuando tienes una mala traslación crónica?
00:16: 18.08 Y la razón por la que estábamos interesados ​​en esto es porque mostramos que bajo estrés en emergencias
00: 16: 23.18 aproximadamente el 50% de la proteína se rechaza, y se ha observado que bajo diversas enfermedades
00: 16: 29.17 condiciones que las células experimentan varios tipos de estrés, incluido el estrés ER.
00: 16: 35.02 Y entonces nos preguntamos si la mala asignación crónica, es decir, la falla crónica para importar aproximadamente la mitad
00: 16: 41.01 la proteína, tiene alguna consecuencia.
00:16: 43.24 Y lo que encontró Neena Rane, cuando hizo un ratón transgénico que expresa una versión
00: 16: 47.20 de la proteína priónica con un péptido señal parcialmente ineficaz, es que ese ratón, aunque
00:16: 52.23 vive una vida útil aproximadamente normal, desarrolla neurodegeneración con el tiempo.
00: 16: 58.01 Y para que pueda ver, espero, que este ratón es un poco atáxico, lo que significa que no
00: 17: 02.16 tener el equilibrio adecuado y. y se tambalea un poco, tiene la espalda encorvada y no se arregla
00:17: 08.17 correctamente, y tiene varios signos de neurodegeneración.
00:17: 12.09 Entonces, lo que podemos concluir es que, al igual que esta forma transmembrana donde un poco
00: 17: 17.12 bit se tolera pero no se tolera un ligero exceso, lo mismo vale para
00:17: 22.24 esta forma citosólica.
00: 17: 24.17 Si todo es normal, se tolera razonablemente bien y se puede tolerar una cantidad mayor
00: 17: 31.03 durante períodos cortos de tiempo, por ejemplo, durante el estrés agudo en la sala de emergencias, pero durante períodos prolongados esto
00: 17: 36.12 tampoco se tolera.
00:17: 38.14 Y esto. Estos son efectos que se ven en un organismo intacto durante largos períodos de
00:17: 43.04 vez, entonces, en una célula cultivada, estos efectos son muy sutiles si. y entonces son muy duros
00: 17: 47.24 para detectar, si es que es detectable.
00: 17: 50.09 Entonces, lo que esto sugirió, entonces, es que estos formularios están mal localizados, y estos mal localizados
00:17: 58.22 formas de la proteína son de alguna manera perjudiciales.
00: 18: 01.23 Ahora, aquí es donde es útil comprender cómo se generan estos formularios,
00: 18: 07.22 porque lo que sabíamos era que tanto esta forma transmembrana como esta forma citosólica dependen completamente
00: 18: 14.14 sobre tener un péptido señal que es ligeramente ineficaz en la forma en que se involucra
00: 18: 19.10 el translocón Sec61.
00: 18: 21.14 Y eso hace una predicción muy específica, que es que ambas formas deben ser
00: 18: 27.08 evitable si aumenta la eficiencia del péptido señal en este paso anterior.
00: 18: 33.24 Entonces, lo que eso significa es que debería poder tomar una mutación que normalmente
00: 18: 38.06 generan mayores cantidades de esta forma transmembrana y causan enfermedades y las rescatan cambiando
00: 18: 44.12 el péptido señal.
00: 18: 46.03 Y ya sabíamos que algunos péptidos señal, como la prolactina, son mucho más eficientes y,
00: 18: 50.20 de hecho, habíamos confirmado in vitro que si pones la señal de prolactina en la proteína priónica
00: 18: 56.06 podría reducir la generación de estas formas de PrP.
00: 18: 59.23 Entonces, Neena hizo ese experimento y el resultado fue notable, porque básicamente mostró
00: 19: 06.19 que, de hecho, in vivo, en un ratón, la señal de la proteína priónica debe ser ligeramente ineficaz.
00:19: 13.05 Y lo que puedes ver aquí es. aquí hay un ratón con esta mutación de alanina a valina
00: 19: 17.19 y. y esa es la que básicamente está sentada aquí sin hacer mucho, y una combinación
00:19: 23.22 ratón en el que todavía tiene esa mutación pero ahora tiene una señal más eficiente.
00: 19: 30.03 Y ese ratón resulta ser mucho más saludable, vive un poco más y no se desarrolla
00:19: 35.24 neurodegeneración, mientras que este ratón de alanina a valina de aquí desarrolla neurodegeneración.
00:19: 40.20 Y pudimos obtener este tipo de rescate con dos péptidos señal eficientes diferentes,
00: 19: 46.02 y con dos mutaciones diferentes que causan enfermedades.
00:19: 48.22 Entonces, estábamos bastante seguros de que, en condiciones normales, la proteína priónica debe tener
00:19: 55.02 un péptido señal ligeramente ineficaz, incluso en un animal vivo intacto.
00: 20: 01.24 Y eso realmente puso fin a esta noción de que las ineficiencias en el péptido señal o en estos
00: 20: 08.04 formas aberrantes menores eran sólo artefactos de un sistema in vitro.
00: 20: 13.07 Entonces, lo que aprendimos de todos estos experimentos es que, de hecho, los errores durante
00: 20: 18.11 La biosíntesis parece ser omnipresente, porque muchas de estas cosas de las que les hablé
00: 20: 23.17 aplicado no solo al péptido señal de la proteína prión, sino también a otras señales, y ese sutil
00: 20: 28.12 los excesos en estos errores pueden provocar enfermedades con el tiempo.
00: 20: 32.12 Y, de hecho, si nos fijamos en la población humana, hay enfermedades raras en las que los péptidos señal
00: 20: 38.16 de otros tipos de proteínas están mutadas, y esas a menudo causan una enfermedad dominante en el
00: 20: 45.06 tejido donde se expresa esa proteína.
00: 20: 47.11 Entonces, como ejemplo, hay mutaciones en el péptido señal de la insulina y esas personas
00: 20: 53.00 desarrollan fallas de las células que. que son. que están produciendo insulina, la beta
00: 20: 57.19 células del páncreas.
00: 20: 59.13 Y entonces, sugiere que las fallas en la localización del compartimiento correcto conducen a la síntesis
00: 21: 07.07 de proteínas que, cuando están mal localizadas, pueden ser perjudiciales durante largos períodos de tiempo.
00: 21: 12.24 Y entonces, eso realmente planteó la pregunta de, ¿cómo la célula normalmente se deshace de
00: 21: 17.16 estos productos?
00:21: 19.05 Y esto es algo en lo que luego nos interesamos mucho más, habiéndonos dado cuenta de lo que
00:21: 23.13 la importancia fisiológica de estas fallas es, y sabiendo que, incluso en condiciones normales,
00:21: 30.01 Siempre hay algunos productos que fallan.
00:21: 32.09 Entonces, ¿cómo abordamos este problema?
00:21: 35.11 Y aquí volvimos a recurrir a un sistema bioquímico porque lo que preguntamos fue, ¿esto
00: 21: 41.09 proceso, una falla y degradación, ¿trabajo en un tubo de ensayo?
00:21: 45.20 Porque si lo hace, entonces podríamos separar los componentes que están en este
00: 21: 49.13 tubo de ensayo para tratar de identificar los factores involucrados en él.
00:21: 53.01 Y resulta que la degradación no funciona en nuestro sistema habitual de traducción in vitro.
00:21: 58.18 Pero, lo que ves es que si sintetizas en este experimento una proteína priónica sin
00:22: 04.18 ER vesículas, para que todo se haga en esta forma mal localizada, generas esta
00: 22: 09.13 precursor que no se degrada, pero que luego te da estas bandas extra.
00:22: 17.16 En la reacción completa, la proteína se importa a la luz del RE donde se glicosila.
00:22: 23.23 y el péptido señal se elimina.
00:22: 25.22 Entonces, ¿qué son estas bandas adicionales?
00:22: 28.04 Y estas bandas adicionales resultan ser la unión de una pequeña proteína llamada ubiquitina, que se muestra
00:22: 33.20 aquí en rojo, a la proteína priónica.
00:22: 36.17 Y eso fue significativo porque, aunque nuestra proteína no se degradaba, era
00: 22: 41.03 marcarse con esta ubiquitina, que es una etiqueta muy conocida para la degradación de
00:22: 46.11 proteínas en el citosol.
00:22: 47.22 Entonces, las proteínas poliubiquitinadas de esta manera particular se dirigen al proteasoma,
00: 22: 53.15 que es una importante maquinaria de degradación en el citosol, para la degradación.
00:22: 58.06 Entonces, razonamos que, aunque la degradación no está ocurriendo, la parte que realmente estamos
00: 23: 03.11 interesado, que es el reconocimiento de esto como un producto aberrante que necesita ser marcado
00: 23: 08.19 por degradación. ese paso estaba ocurriendo razonablemente bien en este sistema in vitro.
00:23: 13.18 Entonces, podríamos preguntarnos, ¿qué es lo que reconoce estos productos para marcarlos con ubiquitina?
00:23: 20.16 Entonces, ¿cómo podemos hacer esto?
00:23: 22.21 Y lo que imaginamos es que debería haber algún factor de reconocimiento que identifique esto.
00: 23: 30.09 Y una de las características de esto que nos dimos cuenta desde el principio que estaba siendo reconocida es la
00: 23: 35.09 péptido señal no escindido.
00: 23: 38.04 Y buscamos factores que pudieran reconocer este producto que aún contiene un
00: 23: 43.19 péptido señal.
00:23: 45.05 Y hay muchas formas de hacer esto porque sabemos que nuestra proteína, aquí, es radioactiva,
00: 23: 49.23 y entonces podemos, por ejemplo, ver cuál es el peso molecular nativo de nuestra proteína
00: 23: 55.12 es, porque sabemos que la proteína en sí tiene un cierto peso molecular, pero si se comporta
00: 24: 00.09 como si fuera más grande, lo que sugiere que podría estar asociado con algún factor de reconocimiento.
00: 24: 05.08 Y, si ese es el caso, entonces puede intentar adivinar cuál podría ser
00: 24: 11.23 identificándolo directamente o conociendo algunas propiedades sobre él, por ejemplo, la molécula
00: 24: 17.07 peso del factor de reconocimiento.
00: 24: 19.24 Y la forma en que podemos hacer esto es que usted puede tomar tal muestra y puede tratarla con un
00: 24: 24.10 reticulante y un reticulante unirán químicamente estas dos proteínas porque son
00: 24: 30.15 muy cerca el uno del otro.
00:24: 31.24 Entonces, lo hace reaccionando con ciertas cadenas laterales de aminoácidos.
00: 24: 37.05 Entonces, en este experimento en particular, aquí está nuestro producto de traducción antes de la reticulación
00: 24: 41.21 donde casi todo está aquí en la parte inferior del gel, y luego después de la reticulación
00:24: 46.20 Puedo ver que está disminuido, y algo de eso ha cambiado a estos diferentes tamaños.
00:24: 52.19 Y lo que sabíamos era que el factor que estábamos buscando probablemente fuera un factor muy grande.
00:24: 58.03 factor, porque la actividad para unir ubiquitina a nuestra proteína fue un factor importante.
00: 25: 06.05 Y entonces nos enfocamos, entonces, en este producto reticulado particularmente grande e identificamos
00: 25: 11.17 lo que era.
00:25: 13.03 Y ese producto resulta ser una proteína llamada Bag6.
00:25: 16.07 Y resulta que Bag6 es en sí mismo parte de un complejo de tres proteínas y su función realmente
00:25: 23.01 No se entendió muy bien.
00:25: 24.23 Pero, lo que pudimos mostrar fue que Bag6 reconoce estas secuencias hidrofóbicas y, de hecho,
00:25: 31.05 reconoce muchas proteínas mal localizadas no relacionadas.
00:25: 34.20 Y la forma en que parece hacerlo es reconociendo las partes de la proteína que deberían tener
00: 25: 39.13 ha sido reconocido por un factor diferente - en este caso, por ejemplo, SRP.
00:25: 44.20 Entonces, la idea es que, en condiciones normales, mientras se sintetiza una proteína,
00:25: 51.17 SRP lo reconocerá en el ribosoma, lo llevará a la membrana y lo reconocerá allí.
00: 25: 57.20 por Sec61, y luego importado.
00: 26: 00.15 Y debido a que estos eventos ocurren en el ribosoma mismo, y SRP y Sec61 se unen a
00:26: 07.12 el ribosoma, que creo que explica por qué Bag6 no interfiere con estos procesos.
00:26: 13.22 En esencia, mientras ocurre la traducción, Bag6 realmente no tiene acceso a estas proteínas.
00:26: 20.12 Y otras proteínas también. muchos de ellos también se hacen cotraduciblemente, y parece
00:26: 28.12 que estos. estos segmentos de la proteína, estas regiones muy hidrofóbicas, durante la biosíntesis
00: 26: 35.01 están protegidos por factores, y después de la biosíntesis están protegidos dentro de la membrana.
00:26: 41.16 Y esas son las secuencias que Bag6 reconoce.
00:26: 44.09 Entonces, parece que así es como Bag6 sabe que una proteína está mal localizada, porque una región
00:26: 50.01 de la proteína que debería protegerse ahora está expuesta.
00:26: 54.06 Entonces, la idea es que, en condiciones normales, la maquinaria biosintética - SRP y Sec61
00:27: 01.13 - tienen prioridad, y eso es porque están asociados con el ribosoma, y ​​Bag6 no
00: 27: 07.00 parece interferir con ese proceso.
00:27: 09.04 Pero, cuando falla la focalización, Bag6 reconoce específicamente estas señales expuestas y transmembrana
00:27: 16.15 segmentos, y hace algunas cosas.
00:27: 19.19 En primer lugar, mantiene estos sustratos protegidos, y eso es importante porque estos
00: 27: 24.13 las secuencias pueden hacer muchas interacciones promiscuas e inespecíficas,
00:27: 28.20 y también pueden agregarse.
00:27: 31.07 Entonces, tener algo que los proteja es muy importante para evitar la agregación.
00:27: 35.23 Y recluta una ubiquitina ligasa, y este es un tipo de enzima que une ubiquitina
00:27: 41.20 a nuestro sustrato, aquí, que es el rojo. la parte roja, aquí.
00:27: 45.11 Y eso apuntaría al sustrato para la degradación.
00:27: 48.05 Entonces, Bag6 es un factor que identifica proteínas mal localizadas y
00:27: 53.14 los apunta a la degradación.
00:27: 55.21 Ahora, la situación no es tan simple, porque resulta que, además de
00: 28: 00.08 esta vía cotraduccional, hay otras vías que funcionan después de que se sintetiza la proteína,
00: 28: 07.00 y ciertos tipos de proteínas, como las proteínas de membrana ancladas en la cola, se dirigen de manera postraduccional,
00:28: 13.16 así que no voy a entrar en eso, pero resulta que la maquinaria para apuntar a estos anclados en la cola
00:28: 18.16 las proteínas también tienen prioridad antes de que Bag6 actúe.
00:28: 23.21 Y así, en ambos casos, Bag6 parece ser un factor que espera hasta que tengas la oportunidad de
00: 28: 29.12 apunta correctamente al lugar correcto, pero está esperando atraparte si fallas y por lo tanto
00:28: 35.10 Marcarlo por degradación.
00: 28: 37.02 Entonces, si desea comprender más detalles de cómo funciona exactamente esta toma de decisiones
00:28: 41.17 en esta vía postraduccional más complicada, puedes leer la referencia que
00: 28: 46.03 citado aquí en la parte inferior.
00: 28: 48.22 Entonces, en última instancia, encontramos que la orientación a la sala de emergencias es propensa a fallas ocasionales
00:28: 54.24 y la célula parece haber desarrollado un mecanismo para lidiar con esos fallos al haber evolucionado
00: 29: 00.09 un factor específico que reconoce estas proteínas mal localizadas y las dirige para su degradación.
00: 29: 06.01 Y este descubrimiento realmente nos inspiró a buscar otro tipo de fallas, por ejemplo,
00:29: 12.24 proteínas también van a las mitocondrias y, cuando miramos, Eisuke Itakura en el laboratorio encontró
00:29:18 17 un conjunto de factores llamados ubiquilinas que parecían reconocer proteínas de membrana destinadas a
00:29: 24.12 mitocondrias y las dirige para su degradación.
00:29: 27.18 Y, de manera similar, las proteínas también tienen que ir a otros orgánulos, por ejemplo, al núcleo.
00:29: 32.23 Entonces, todas las proteínas ribosómicas primero se sintetizan en el citosol y van al núcleo, donde
00:29: 39.13 Están ensamblados en ribosomas, y si esa importación falla. umm.
00: 29: 43.22 Kota Yanagitani ha identificado un factor que parece reconocer estos ribosomales mal localizados
00:29: 50.10 proteínas y las dirige para su degradación.
00:29: 52.16 Entonces, la idea aquí es que la célula ha desarrollado un conjunto completo de factores que se ocupa de
00:29: 57.23 con diferentes tipos de fallas en llevar proteínas a la parte correcta de la célula.
00: 30: 02.14 Y entonces es evidente que, tanto en condiciones normales como en ciertas condiciones patológicas
00: 30: 07.22 condiciones, la falta de proteínas en el compartimento correcto es un problema que la célula
00: 30: 12.14 necesita lidiar.
00: 30: 14.10 No solo eso, sino que estos factores mismos pueden verse afectados durante la enfermedad.
00: 30: 19.06 Entonces, por ejemplo, las ubiquilinas podrían ser un ejemplo particularmente importante porque hay
00: 30: 24.16 son mutaciones genéticas en ubiquilinas que se encuentran en ciertos raros casos de
00: 30: 30.13 enfermedad neurodegenerativa.
00: 30: 32.10 Y, además, algunos otros casos de neurodegeneración parecen agotar las ubiquilinas de las células.
00: 30: 39.03 Entonces, en este ejemplo, que es un experimento realizado por Eszter Zavodszky en mi laboratorio, expresó
00: 30: 46.00 una proteína mutante de la proteína huntingtina, y esta es una proteína que, al mutar
00: 30: 51.21 de cierta manera, causa la enfermedad de Huntington.
00: 30: 55.12 Y lo que puedes ver es que la huntingtina mutante, que es roja, termina secuestrando casi
00: 31: 01.17 toda la ubiquilina en estas dos células, aquí.
00: 31: 04.23 Y entonces, la ubiquilina, entonces, ya no está disponible en su parte normal de la célula,
00: 31: 09.06 que normalmente se difunde en toda la celda donde está monitoreando esa celda para
00: 31: 13.09 fallas en el direccionamiento mitocondrial.
00: 31: 15.20 Y, efectivamente, si miras específicamente en estas celdas que contienen los agregados,
00: 31: 21.16 la ubiquilina en esas células es deficiente para cumplir su función normal.
00: 31: 26.17 Entonces, lo que pensamos es que la falta de este importante control de calidad y limpieza
00: 31: 32.22 la función podría ser un factor que contribuya a por qué las celdas que tienen ciertos tipos de agregados
00: 31: 39.02 son propensos a la muerte y propensos a una eventual disfunción.
00: 31: 44.21 Entonces, lo que quiero dejarles es que el proceso de localización de proteínas para
00: 31: 51.01 orgánulos diferentes, aunque bastante sofisticado en la maquinaria que lo lleva a cabo.
00: 31: 56.12 estos. estos eventos, sin embargo, es propenso a fallar.
00: 31: 59.16 Y esas fallas pueden exagerarse durante, por ejemplo, ciertas condiciones como el estrés en la sala de emergencias.
00:32: 04.24 o estrés mitocondrial.
00:32: 07.20 Es una función doméstica normal que la célula haya desarrollado formas de lidiar con
00:32: 12.16 fallas en esta localización.
00:32: 14.12 Entonces, ¿cuáles son los desafíos aquí?
00:32: 17.02 Y creo que muchos de estos factores se acaban de descubrir, y creo que es
00: 32: 21.16 es muy poco probable que conozcamos todos los factores que se ocupan de las fallas en diferentes tipos de localización,
00:32: 27.13 así que es muy importante obtener una lista completa de piezas de todos los factores involucrados.
00:32: 31.21 La segunda cosa es que, aunque hemos emparejado aproximadamente proteínas que van al
00:32: 36.19 ER con Bag6, o proteínas que no llegan a las mitocondrias con ubiquilinas, creo que
00: 32: 42.10 tenemos una comprensión general bastante pobre de qué vías de control de calidad son para
00:32: 48.12 qué clientes.
00:32: 49.14 Y, relacionado con eso, creo que tenemos una idea muy pobre de cómo ocurre realmente el reconocimiento.
00:32: 56.14 Entonces, tenemos una idea aproximada con Bag6 de que reconoce regiones hidrofóbicas, pero, en general,
00:33: 03.10 los detalles de ese reconocimiento no están claros.
00:33: 06.01 Y finalmente, como les dije al final, pensamos que muchas de estas vías pueden ser
00:33: 09.22 afectados por una enfermedad y es un objetivo principal tratar de comprender exactamente cómo están afectados,
00: 33: 16.02 y si se puede hacer algo para aumentar su eficacia o manipular
00:33: 21.22 el proceso para al menos tener algún impacto en estas enfermedades.
00:33:25.17 Permítanme terminar señalando que he tenido el placer de trabajar con un gran
00: 33: 32.13 grupo de personas durante los últimos diecisiete años más o menos, algunos de ellos se muestran aquí, y he
00:33:37.17 Intenté nombrar a las personas que llevaron a cabo algunos de los experimentos clave a medida que avanzaba.
00:33: 42.23 a través de la charla.
00:33: 44.09 El grupo actual, en esta foto que fue tomada el verano pasado, se muestra aquí.
00:33: 49.02 Gracias por escuchar.


Contenido

En 1970, Günter Blobel realizó experimentos sobre la translocación de proteínas a través de membranas. Blobel, entonces profesor asistente en la Universidad Rockefeller, se basó en el trabajo de su colega George Palade. [5] Palade había demostrado previamente que las proteínas no secretadas eran traducidas por ribosomas libres en el citosol, mientras que las proteínas secretadas (y proteínas diana, en general) eran traducidas por ribosomas unidos al retículo endoplásmico. [5] Las explicaciones candidatas en ese momento postulaban una diferencia de procesamiento entre los ribosomas libres y unidos a ER, pero Blobel planteó la hipótesis de que el direccionamiento de proteínas se basaba en características inherentes a las proteínas, en lugar de una diferencia en los ribosomas. Apoyando su hipótesis, Blobel descubrió que muchas proteínas tienen una secuencia de aminoácidos corta en un extremo que funciona como un código postal que especifica un destino intracelular o extracelular. [2] Describió estas secuencias cortas (generalmente de 13 a 36 residuos de aminoácidos) [1] como péptidos señal o secuencias señal y fue galardonado con el premio Nobel de Fisiología de 1999 por sus hallazgos. [6]

Los péptidos señal sirven como señales de direccionamiento, lo que permite que la maquinaria de transporte celular dirija las proteínas a ubicaciones intracelulares o extracelulares específicas. Si bien no se ha identificado una secuencia de consenso para los péptidos señal, muchos poseen una estructura tripartita característica: [1]

  1. Una región hidrófila cargada positivamente cerca del N-terminal.
  2. Un intervalo de 10 a 15 aminoácidos hidrófobos cerca de la mitad del péptido señal.
  3. Una región ligeramente polar cerca del C-terminal, que típicamente favorece a los aminoácidos con cadenas laterales más pequeñas en las posiciones que se acercan al sitio de escisión.

Una vez que una proteína ha alcanzado su destino, el péptido señal generalmente es escindido por una peptidasa señal. [1] En consecuencia, la mayoría de las proteínas maduras no contienen péptidos señal. Si bien la mayoría de los péptidos señal se encuentran en el N-terminal, en los peroxisomas la secuencia de dirección se encuentra en la extensión C-terminal. [7] A diferencia de los péptidos señal, los parches señal están compuestos por residuos de aminoácidos que son discontinuos en la secuencia primaria pero que se vuelven funcionales cuando el plegamiento los une en la superficie de la proteína. [8] A diferencia de la mayoría de las secuencias de señales, los parches de señales no se escinden después de que se completa la clasificación. [9] Además de las secuencias de señalización intrínsecas, las modificaciones de proteínas como las glicosilaciones también pueden inducir la orientación a regiones intracelulares o extracelulares específicas.

Dado que la traducción de ARNm en proteína por un ribosoma tiene lugar dentro del citosol, las proteínas destinadas a la secreción o un orgánulo específico deben translocarse. [10] Este proceso puede ocurrir durante la traducción, conocida como translocación co-traduccional, o después de que se completa la traducción, conocida como translocación postraduccional. [11]

Translocación co-traslacional Editar

La mayoría de las proteínas secretoras y unidas a la membrana se translocan de forma cotraduccional. Las proteínas que residen en el retículo endoplásmico (RE), golgi o endosomas también utilizan la vía de translocación co-traduccional. Este proceso comienza mientras la proteína se sintetiza en el ribosoma, cuando una partícula de reconocimiento de señal (SRP) reconoce un péptido señal N-terminal de la proteína naciente. [12] La unión del SRP detiene temporalmente la síntesis mientras que el complejo ribosoma-proteína se transfiere a un receptor SRP en el RE en eucariotas y la membrana plasmática en procariotas. [13] Allí, la proteína naciente se inserta en el translocón, un canal conductor de proteína unido a la membrana compuesto por el complejo de translocación Sec61 en eucariotas y el complejo homólogo SecYEG en procariotas. [14] En las proteínas secretoras y las proteínas transmembrana de tipo I, la secuencia señal se escinde inmediatamente del polipéptido naciente una vez que se ha translocado en la membrana del RE (eucariotas) o la membrana plasmática (procariotas) por la peptidasa señal. La secuencia señal de las proteínas de membrana de tipo II y algunas proteínas de la membrana politópica no se escinden y, por lo tanto, se denominan secuencias de anclaje de señal. Dentro del RE, la proteína está cubierta primero por una proteína chaperona para protegerla de la alta concentración de otras proteínas en el RE, dándole tiempo para plegarse correctamente. Una vez plegada, la proteína se modifica según sea necesario (por ejemplo, mediante glicosilación), luego se transporta al aparato de Golgi para su procesamiento posterior y va a sus orgánulos diana o se retiene en el RE por varios mecanismos de retención del RE.

La cadena de aminoácidos de las proteínas transmembrana, que a menudo son receptores transmembrana, atraviesa una membrana una o varias veces. Estas proteínas se insertan en la membrana por translocación, hasta que el proceso es interrumpido por una secuencia de parada-transferencia, también llamada secuencia de anclaje de membrana o de anclaje de señal. [15] Estas proteínas de membrana complejas se caracterizan actualmente utilizando el mismo modelo de direccionamiento que se ha desarrollado para las proteínas secretoras. Sin embargo, muchas proteínas complejas multitransmembrana contienen aspectos estructurales que no se ajustan a este modelo. Siete receptores acoplados a proteína G transmembrana (que representan aproximadamente el 5% de los genes en humanos) en su mayoría no tienen una secuencia señal amino-terminal. A diferencia de las proteínas secretoras, el primer dominio transmembrana actúa como la primera secuencia señal, que las dirige a la membrana del RE. Esto también da como resultado la translocación del extremo amino de la proteína en el lumen de la membrana del RE. Esta translocación, que se ha demostrado con opsina con experimentos in vitro, [16] [17] rompe el patrón habitual de translocación "co-traduccional" que siempre se ha mantenido para las proteínas de mamíferos dirigidas al RE. Gran parte de la mecánica de la topología transmembrana y el plegado queda por dilucidar.

Translocación postraduccional Editar

Aunque la mayoría de las proteínas secretoras se translocan de forma cotraduccional, algunas se traducen en el citosol y luego se transportan al RE / membrana plasmática mediante un sistema postraduccional. En los procariotas, este proceso requiere ciertos cofactores como SecA y SecB y es facilitado por Sec62 y Sec63, dos proteínas unidas a la membrana. [18] El complejo Sec63, que está incrustado en la membrana del RE, provoca la hidrólisis del ATP, lo que permite que las proteínas chaperonas se unan a una cadena peptídica expuesta y deslice el polipéptido hacia la luz del RE. Una vez en el lumen, la cadena polipeptídica se puede plegar correctamente. Este proceso solo ocurre en proteínas desplegadas ubicadas en el citosol. [19]

Además, las proteínas dirigidas a otros destinos celulares, como las mitocondrias, los cloroplastos o los peroxisomas, utilizan vías postraduccionales especializadas. Las proteínas dirigidas al núcleo también se traslocan postraduccionalmente mediante la adición de una señal de localización nuclear (NLS) que promueve el paso a través de la envoltura nuclear a través de los poros nucleares. [20]

Mitocondrias editar

La mayoría de las proteínas mitocondriales se sintetizan como precursores citosólicos que contienen señales de péptidos de captación. Las chaperonas citosólicas entregan preproteínas a los receptores ligados a canales en la membrana mitocondrial. La preproteína con presecuencia dirigida a las mitocondrias está unida por receptores y el poro de importación general (GIP), conocido colectivamente como translocasa de la membrana externa (TOM), en la membrana externa. Luego se transloca a través de TOM como bucles de horquilla. La preproteína es transportada a través del espacio intermembrana por pequeños TIM (que también actúan como chaperonas moleculares) al TIM23 o TIM22 (translocasas de la membrana interna) en la membrana interna. Dentro de la matriz, la secuencia de dirección es escindida por mtHsp70.

Se conocen tres receptores de la membrana externa mitocondrial:

  1. TOM70: Se une a los péptidos diana internos y actúa como un punto de acoplamiento para las chaperonas citosólicas.
  2. TOM20: Enlaza presecuencias.
  3. TOM22: Se une tanto a las presecuencias como a los péptidos diana internos.

El canal TOM (TOM40) es un canal de alta conductancia específico de catión con un peso molecular de 410 kDa y un diámetro de poro de 21Å.

La presecuencia translocase23 (TIM23) se localiza en la membrana interna mitocondrial y actúa como una proteína formadora de poros que une proteínas precursoras con su N-terminal. TIM23 actúa como un translocador de preproteínas para la matriz mitocondrial, la membrana mitocondrial interna y el espacio intermembrana. TIM50 está unido a TIM23 en el lado mitocondrial interno y se encuentra que se une a presecuencias. TIM44 está unido en el lado de la matriz y se encuentra unido a mtHsp70.
La presecuencia translocase22 (TIM22) se une a las preproteínas unidas exclusivamente a la membrana mitocondrial interna.

Las secuencias de dirección de la matriz mitocondrial son ricas en aminoácidos cargados positivamente y en aminoácidos hidroxilados.

Las proteínas se dirigen a los compartimentos submitocondriales mediante múltiples señales y varias vías.

La orientación a la membrana externa, el espacio intermembrana y la membrana interna a menudo requiere otra secuencia de señal además de la secuencia de orientación de la matriz.

Cloroplastos Editar

La preproteína de los cloroplastos puede contener una secuencia de importación estromal o una secuencia de dirección estromal y tilacoide. La mayoría de las preproteínas se translocan a través de los complejos Toc y Tic ubicados dentro de la envoltura del cloroplasto. En el estroma, la secuencia de importación del estroma se escinde y se pliega, así como continúa la clasificación intracloroplasto a tilacoides. Las proteínas dirigidas a la envoltura de los cloroplastos generalmente carecen de una secuencia de clasificación escindible.

Tanto los cloroplastos como las mitocondrias Editar

Se necesitan muchas proteínas tanto en las mitocondrias como en los cloroplastos. [21] En general, el péptido de doble focalización es de carácter intermedio a los dos específicos. Los péptidos dirigidos a estas proteínas tienen un alto contenido de aminoácidos básicos e hidrófobos, un bajo contenido de aminoácidos cargados negativamente. Tienen menor contenido de alanina y mayor contenido de leucina y fenilalanina. Las proteínas de doble objetivo tienen un péptido de direccionamiento más hidrofóbico que los mitocondriales y cloroplásticos. Sin embargo, es tedioso predecir si un péptido tiene un objetivo dual o no en función de sus características físico-químicas.

Peroxisomas Editar

Todas las proteínas peroxisomales están codificadas por genes nucleares. [22] Hasta la fecha, existen dos tipos de señales de focalización de peroxisomas (PTS) conocidas: [23]

  1. Señal de focalización de peroxisomas 1 (PTS1): un tripéptido C-terminal con una secuencia consenso (S / A / C) - (K / R / H) - (L / A). El PTS1 más común es serina-lisina-leucina (SKL). La mayoría de las proteínas de la matriz peroxisomal poseen una señal de tipo PTS1.
  2. Señal de focalización de peroxisomas 2 (PTS2): un nonapéptido ubicado cerca del extremo N-terminal con una secuencia de consenso (R / K) - (L / V / I) -XXXXX- (H / Q) - (L / A / F) (donde X puede ser cualquier aminoácido ).

También hay proteínas que no poseen ninguna de estas señales. Su transporte puede basarse en un mecanismo llamado "piggy-back": tales proteínas se asocian con proteínas de la matriz que poseen PTS1 y se traslocan a la matriz peroxisomal junto con ellas. [24]

El transporte de proteínas es defectuoso en las siguientes enfermedades genéticas:

Como se discutió anteriormente (ver translocación de proteínas), la mayoría de las proteínas secretoras y unidas a la membrana procariotas se dirigen a la membrana plasmática mediante una vía de co-traducción que usa SRP bacteriano o una vía de postraducción que requiere SecA y SecB. En la membrana plasmática, estas dos vías entregan proteínas al translocón SecYEG para su translocación. Las bacterias pueden tener una sola membrana plasmática (bacterias Gram-positivas) o una membrana interna más una membrana externa separadas por el periplasma (bacterias Gram-negativas). Además de la membrana plasmática, la mayoría de los procariotas carecen de orgánulos unidos a la membrana como los que se encuentran en los eucariotas, pero pueden ensamblar proteínas en varios tipos de inclusiones, como vesículas de gas y gránulos de almacenamiento.

Bacterias Gram-negativas Editar

En las bacterias gramnegativas, las proteínas pueden incorporarse a la membrana plasmática, la membrana externa, el periplasma o secretarse al medio ambiente. Los sistemas para secretar proteínas a través de la membrana externa bacteriana pueden ser bastante complejos y desempeñar un papel clave en la patogénesis. Estos sistemas pueden describirse como secreción de tipo I, secreción de tipo II, etc.

Bacterias Gram-positivas Editar

En la mayoría de las bacterias grampositivas, ciertas proteínas se dirigen a la exportación a través de la membrana plasmática y la posterior unión covalente a la pared celular bacteriana. Una enzima especializada, sortasa, escinde la proteína diana en un sitio de reconocimiento característico cerca del terminal C de la proteína, como un motivo LPXTG (donde X puede ser cualquier aminoácido), luego transfiere la proteína a la pared celular. Se encuentran varios sistemas análogos que también presentan un motivo característico en la cara extracitoplasmática, un dominio transmembrana C-terminal y un grupo de residuos básicos en la cara citosólica en el extremo C-terminal de la proteína. El sistema PEP-CTERM / exosortasa, que se encuentra en muchas bacterias gramnegativas, parece estar relacionado con la producción de sustancias poliméricas extracelulares. El sistema PGF-CTERM / arqueosortasa A en arqueas está relacionado con la producción de la capa S. El sistema GlyGly-CTERM / rombosortasa, que se encuentra en Shewanella, Vibrio y algunos otros géneros, parece estar involucrado en la liberación de proteasas, nucleasas y otras enzimas.


Mitocondrias, tercera edición

Pin-Chao Liao,. Francesco Pallotti, en Métodos en biología celular, 2020

1.1 Definición

Las mitocondrias de una sola región del cerebro son muy heterogéneas en función de sus características morfológicas, histoquímicas y enzimáticas. La mayoría de los métodos están diseñados para aislar tres poblaciones distintas de mitocondrias del cerebro de rata: (a) mitocondrias no sinápticas, las llamadas "mitocondrias libres" (FM) (b) mitocondrias sinaptosomales (sinápticas), que pueden subdividirse en dos fracciones basadas en propiedades de sedimentación, pesadas (HM) y ligeras (LM) (Reijnierse, Veldstra y Van den Berg, 1975 Van den Berg, 1973). Las mitocondrias sinaptosómicas participan en la regulación de la liberación de neurotransmisores y la formación de vesículas sinápticas. Por el contrario, las mitocondrias no sinápticas derivan de múltiples tipos de células y del soma neuronal y están involucradas en la regulación de microARN y la producción de energía (Ly & amp Verstreken, 2006 Vos, Lauwers y amp Verstreken, 2010 Wang, Sullivan y amp Springer, 2017).


Preguntas abiertas

Aunque las mitocondrias y sus complejos de proteínas de membrana se han estudiado intensamente durante más de cinco décadas, siguen siendo una fuente constante de nuevos conocimientos fascinantes e inesperados. Abundan las preguntas abiertas, muchas de ellas de carácter fundamental y de importancia directa para la salud humana [61].

Con respecto a la estructura y función macromolecular, todavía no entendemos el papel preciso de la característica altamente conservada de los dímeros de ATP sintasa y filas de dímeros en las crestas y la interacción entre el complejo MICOS y las filas de dímeros en la formación de crestas. ¿Hay otros factores involucrados en la determinación del tamaño y la forma de las crestas?

Todavía no sabemos qué tan complejo funciona, especialmente cómo se acopla la transferencia de electrones a la translocación de protones. ¿Cuál es el papel de los supercomplejos de la cadena respiratoria? ¿Ayudan a prevenir el daño oxidativo a las mitocondrias y, de ser así, cómo? ¿Y cómo afecta esto al envejecimiento y la senescencia?

Tampoco sabemos cómo funcionan las translocaciones de proteínas TIM y TOM, y cómo se ven en alta resolución. Lo mismo es cierto para la estructura del complejo MICOS en las uniones crista. ¿Cómo ancla las crestas a la membrana externa y cómo separa las crestas de la membrana contigua del límite? De manera similar, los mecanismos de fisión y fusión mitocondrial y la participación y coordinación precisas de los diversos complejos de proteínas en este intrincado proceso es un área fascinante de descubrimiento.

La biogénesis y el ensamblaje de grandes complejos de proteínas de membrana en las mitocondrias está en gran parte sin explorar. ¿Dónde y exactamente cómo se ensamblan los complejos de la cadena respiratoria y la ATP sintasa? ¿Cómo se coordina su ensamblaje a partir de productos genéticos mitocondriales y nucleares? ¿Implica esto retroalimentación de la mitocondria al citoplasma o al núcleo, y qué es?

Y finalmente, ¿cómo están implicadas exactamente las mitocondrias en el envejecimiento? ¿Por qué algunas células y organismos viven solo días, mientras que otros tienen una vida útil de años o décadas? ¿Es esto genéticamente programado o simplemente una consecuencia de diferentes niveles de daño oxidativo? ¿Cómo se previene o controla este daño y cómo afecta la función de los complejos mitocondriales? ¿La degradación de los dímeros de ATP sintasa también es un efecto del daño oxidativo y es una causa del envejecimiento?

Será un desafío encontrar respuestas a estas preguntas porque muchos de los complejos de proteínas involucrados son escasos, frágiles y dinámicos, y no se prestan fácilmente a métodos bien establecidos, como la cristalografía de proteínas. Cryo-EM, que actualmente está experimentando un rápido desarrollo en términos de detalles de alta resolución, tendrá un impacto importante, pero se limita a moléculas por encima de aproximadamente 100 kDa [62]. Incluso mejores, detectores de electrones más sensibles que los que han precipitado la revolución de la resolución reciente, en combinación con un software innovador de procesamiento de imágenes, producirán más estructuras con una resolución más alta. Sin embargo, los complejos pequeños, raros y dinámicos seguirán siendo difíciles de tratar. Se necesitan nuevas estrategias de etiquetado en combinación con otras técnicas biofísicas y genéticas. Las etiquetas clonables para microscopía electrónica, equivalentes a la proteína verde fluorescente en microscopía de fluorescencia, serían de gran ayuda. Los primeros pasos en esta dirección parecen prometedores [26]. Una vez que se han determinado las estructuras y ubicaciones de los complejos participantes, las simulaciones de dinámica molecular, que pueden analizar sistemas cada vez más grandes, pueden ayudar a comprender sus mecanismos moleculares. Sin lugar a dudas, las mitocondrias y sus complejos de proteínas de membrana seguirán siendo un área de investigación atractiva en biología durante muchos años.


La cantidad de mitocondrias en las células puede variar desde unas pocas piezas hasta miles de unidades. Las células, que están haciendo la síntesis de moléculas de ATP, tienen una mayor cantidad de mitocondrias.

Las mitocondrias tienen diferentes formas y tamaños, entre ellas hay representantes redondeados, alargados, espirales y ahuecados. ¿Qué tamaño tienen las mitocondrias? Por lo general, su forma es redonda y alargada, con un diámetro de un micrómetro a 10 micrómetros de largo.

Las mitocondrias pueden moverse a través de la célula (lo hacen gracias al citoplasma) y permanecer inmóviles en su lugar. Siempre se trasladan a lugares donde más se necesita la producción de energía.


Líneas de montaje complejas mitocondriales OXPHOS

Las mitocondrias son fundamentales para la generación de energía celular y los complejos de fosforilación oxidativa de la casa (OXPHOS), que están bajo control genético dual. Un estudio encuentra que la traducción de transcripciones y el ensamblaje de complejos están divididos, y los complejos III, IV y V de OXPHOS se construyen en regiones espacialmente definidas de la membrana interna mitocondrial.

Las mitocondrias son esenciales para la producción de ATP a través de la fosforilación oxidativa (OXPHOS) 1. Los complejos I-IV de OXPHOS se encuentran en las membranas tubulares de las crestas mitocondriales y el complejo V (F1F0–ATPase) se localiza en las curvas de las crestas 1. Sin embargo, no está claro cómo se ensamblan espacialmente los complejos OXPHOS. Utilizando microscopía de superresolución, Stoldt et al. 2 ahora encuentran que los complejos III y IV comienzan a ensamblarse en ubicaciones de la membrana interna mitocondrial que son espacialmente distintas de su destino final. En contraste, el complejo V parece ensamblarse directamente dentro de las membranas de las crestas. Estos hallazgos proporcionan información sobre la organización espacial del ensamblaje del complejo de membrana-proteína dentro de las mitocondrias.


Ver el vídeo: Metabolismo de proteínas (Agosto 2022).